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病理生理学实验课的目的和注意事项
一、目的
病理生理学是基础医学和临床医学之间的桥梁学科，其理论性很强；同时，病理生理学也是一门实践性较强的基础学科，主要研究方法为动物实验，通过动物模型复制人类疾病。病理生理学实验课是医学教育中的重要环节，旨在通过实验让学生观察患病机体的功能和代谢的变化及疾病发生发展的全过程，加深学生对疾病发生发展规律的理解，为疾病的预防和治疗提供实践依据；同时让学生掌握实验的基本操作技能和动物疾病模型的复制方法，锻炼学生的动手操作能力、解决问题的能力，通过学习实验设计、规范记录实验报告、数据分析和结果讨论，培养学生严谨求实的工作作风和科学态度，通过分组实验强化沟通能力，为临床工作、科学研究打下坚实的基础。
二、注意事项
1.课前 认真预习实验指导，了解实验目的、实验步骤和观察指标。复习与实验内容相关的理论知识以便理解实验原理，以及对实验结果进行分析和讨论。实验前仔细核对实验器材和试剂，若有损坏或缺少应及时汇报。
2.课中 实验时，各实验小组内成员必须合理分工，明确组员角色（记录员、操作员），确保全员参与，各尽其责，密切合作。在操作过程中，严格按照实验步骤进行，避免人为误差，正确使用并爱护实验仪器。细致耐心地观察实验过程中出现的现象并及时、准确、实事求是地记录，注意异常情况。思考、分析实验现象和结果，总结实验成败的原因。注重安全与伦理，遵守实验室安全规则（如戴手套、处理锐器、避免动物抓咬等），善待实验动物，规范处理废弃物（如锐器、动物尸体等）。
3.课后 实验结束时，应清洗、清点实验器材，若有缺损，应及时汇报。做好实验室清洁卫生工作，关好水电、门窗。整理分析实验结果并书写实验报告。
实验报告包括以下内容：
（1）课程、系部、年级、班级、组别、姓名、实验日期等。
（2）实验名称。
（3）实验目的：简明阐述实验待证实的论点或要研究的内容。
（4）实验动物：性别、种类、体重等。
（5）实验器材和药品：简要陈述实验器材和药品及药品浓度。
（6）实验步骤：遵从实验指导，一般可以省略。
（7）实验结果（重点）：如实记录实验中观察到的现象，有图表和文字两种表述方式。若因操作失误导致未能完成实验，应如实说明。
（8）讨论（重点）：讨论需围绕实验结果展开，结合已知的理论知识对观察到的现象和结果进行分析，并结合临床实践给出实验结果的临床意义。若出现非预期结果，应总结失败原因和教训。
（9）结论：以实验结果为依据，在讨论的基础上归纳本实验的论点或推论。
动物实验的基本操作技术
一、常用手术器材
1.剪刀 剪刀分为手术剪和眼科剪。手术剪用于剪开皮肤、皮下组织和骨骼肌等，其尖端还可插入组织间隙用于撑开、分离疏松组织。眼科剪用于剪断神经、插管时用于剪开血管等。
2.手术刀 手术刀由刀片和刀柄组成，主要用于切开皮肤和器官。刀柄的一端可作为钝性分离器用于分离组织。刀片应定期更换以保持锋利。更换刀片时，右手用直式血管钳夹住刀片前端背部，左手握住刀柄，将刀片上的空隙对准刀柄上的刀楞稍用力推入即可。取下时，夹持刀片尾端背部，稍用力提起刀片向前推。
3.镊子 镊子分为无齿镊和有齿镊两种。无齿镊用于夹持细软组织，如血管、黏膜、神经等；有齿镊用于夹持较坚韧的组织，如皮肤、肌腱、筋膜等。
4.血管钳 血管钳有无齿钳、有齿钳、直钳、弯钳等不同规格，主要用于止血和钝性分离组织。
5.动脉夹 动脉夹用于夹闭血管、暂时阻断血流或固定头皮输液针等。
6.气管插管 在做急性动物实验时，气管切开后插入气管插管以保持呼吸道通畅。
7.血管插管 血管插管包括动脉插管及静脉插管。
8.注射器 根据不同试剂和药物的不同剂量选择相应规格的注射器。
9.兔手术台 用于固定家兔、进行实验操作的平台。
二、常用的动物实验方法
1.实验动物的捉拿与固定
（1）家兔的捉拿与固定
1）家兔的捉拿：右手抓住家兔颈背部皮肤，轻轻提起，左手托住其臀部使其重心落于左手掌心。切勿抓提兔耳，以免家兔过度挣扎折断其耳软骨。
2）家兔的固定：将家兔呈仰卧位置于兔手术台上，用手术台上的胶绳分别系于家兔四肢的腕或踝关节上1cm处，用绳子套住兔牙将兔头固定牢固。
（2）小鼠的捉拿与固定：右手抓住鼠尾并提起小鼠，将小鼠置于鼠笼上（切勿将小鼠悬空，避免其回头咬伤实验操作者）。小鼠向前爬行时，用左手拇指和食指迅速抓住小鼠两耳后颈背部皮肤，左手无名指和小指夹住鼠尾和后肢，即可将小鼠固定于左手心中，右手可做注射等实验操作。
2.实验动物被毛的去除
（1）剪毛法：先将动物固定，然后用水润湿即将剪毛的部位，左手将局部皮肤绷紧，右手持剪紧贴皮肤逆着毛的朝向依次将手术野的被毛剪去。可先粗略剪去较长的被毛，再细剪短毛。剪下的被毛应放入盛水的容器内以免到处乱飞，并用湿布擦净留下的被毛。剪毛时不可用手提起被毛，以免剪伤动物皮肤。
（2）拔毛法：固定动物后，用拇指及食指拔除实验操作部位的被毛。
3.实验动物的注射方法
（1）家兔静脉注射：采用耳缘静脉注射。拔除或剪去家兔耳缘部的被毛后，左手食指及中指压迫耳缘静脉近心端，使静脉血液充盈，再用左手拇指与无名指夹持耳尖，右手持注射器，先从耳缘静脉远端（靠耳尖部）开始注射，使针尖朝向近心端且与皮肤呈10°夹角，从正面经皮下刺入静脉。进入血管后，立即将针头与血管呈平行位置。左手固定兔耳及针头，右手推注药物。若针头刺进血管，可观察到药物流进血管内；若推注时阻力较大，进针部位皮肤肿胀发白，说明刺入血管外，应抽出针头，重新注射。注射完毕后，用棉球压迫针眼，拔出针头，继续压迫止血数分钟。
（2）家兔皮下注射：家兔的颈部及背部等处皮肤较疏松而且面积大，适宜在该部位做皮下注射。注射时，左手拇指及食指将皮肤轻轻提起，右手持注射器将针尖穿过表皮及真皮刺进皮下组织（将针尖向左右轻轻摆动，易摆动说明刺入皮下），再注射药物即可。
（3）家兔皮内注射：注射部位剪去被毛，用75%乙醇消毒。提起注射部位的皮肤，注射针沿皮肤表浅层刺入，注射药物，注射部位此时出现白色小皮丘。
（4）小鼠静脉注射：采用鼠尾静脉注射的方法。将小鼠置于固定的筒内，露出尾巴，用75%乙醇棉球擦之，使血管扩张。选择在鼠尾左右两侧的静脉注射，注射时若出现隆起的白色皮丘，说明药液未注入血管，应重新向尾根部移动注射。
（5）小鼠腹腔注射：将小鼠固定在左手中，使腹部向上，右手持注射器，将针头从小鼠下腹刺入腹腔，回抽注射器时，若无回血或抽出尿液，表示针头未刺入肝脏或膀胱，可缓慢注射药物，否则需重新进针。
（6）小鼠皮下注射：通常在背部皮下注射。注射时，将皮肤拉起，持注射器并将针尖刺进皮下组织，将针尖向左右轻轻摆动，易摆动说明已刺入皮下，可注射药物。拔针时，用手指按住针刺部位，以防药物外漏。
4.实验动物的麻醉方法
（1）局部麻醉：1%普鲁卡因溶液是常用的局部麻醉药物。一般做皮下浸润注射时，麻醉范围略大于手术切口。麻醉药物所需剂量取决于麻醉的范围，如家兔颈部手术时需用2～3mL，股三角部位手术时需用1～2mL。注射时注意勿将药物注入血管，否则会导致动物中毒死亡。
（2）全身麻醉：常用静脉注射麻醉，因为静脉注射麻醉无明显兴奋期且显效快。注射麻醉药物时，先缓慢注入总药量的3/4，若动物瞳孔缩小至原来的1/4，且出现呼吸减慢、肌肉松弛、角膜反射迟钝时，即表明麻醉药物已足量。若药量尚不足，1min后继续注完总量。若动物仍未能麻醉，5min后补加麻醉药物，直至达到理想的麻醉程度。
5.实验动物常用的手术方法
（1）皮肤切开：左手绷紧皮肤，右手持手术刀，以合适力度切开皮肤；或用血管钳夹起待切开部位两侧皮肤，持手术剪在中间的皮肤上剪一小口，然后向上、向下剪开皮肤。
（2）气管插管：将家兔麻醉固定好后剪去颈部被毛，从甲状软骨下至胸骨上沿颈正中做长为5～8cm的切口。用血管钳钝性纵向分离皮下组织，可见胸骨舌骨肌，沿两侧肌间隙分离肌肉，将两条肌束向外侧牵拉，充分暴露气管。用血管钳游离气管（分离开气管背侧的结缔组织和食管）并在其下穿线备用。在甲状软骨下第三或第四软骨环处倒“T”形切开气管；若气管内有分泌物或出血，可用棉球擦净。从气管切口处向胸腔方向插入插管，用线结扎固定于气管插管分叉处。
（3）颈总动脉分离及插管：左、右颈总动脉鞘纵行于气管两侧。颈动脉鞘内有颈总动脉及伴行的神经；颈总动脉较粗大，呈粉红色且触之有搏动感。打开一侧鞘膜，分离结缔组织，游离出3～4cm长的颈总动脉，在其下方穿两根线备用。颈总动脉插管主要用于放血或检测动脉血压。用线结扎颈总动脉远心端，用动脉夹夹闭颈总动脉近心端。左手拇指及食指提起远心端结扎线，小指轻托起颈总动脉，右手持眼科剪在靠近结扎线处呈45°角将动脉剪开（大小约为血管周径的1/3），沿动脉走行向心方向插入充满肝素的动脉插管并结扎固定。
（4）颈外静脉分离及插管：颈外静脉分布较表浅，在皮下胸锁乳突肌外缘。从甲状软骨下至胸骨上沿颈正中做长为5～8cm的切口，打开颈部切口，可见粗大且呈暗紫色的颈外静脉。用血管钳沿静脉走行将颈外静脉钝性分离。因静脉管壁很薄，易损伤出血，所以分离时动作需轻柔。分离长度为3～5cm，在其下方穿两根线备用。颈外静脉插管主要用于输液或测定中心静脉压等。将颈外静脉近心端夹闭，待血管充盈后将远心端结扎，在靠近远心端结扎线侧壁用眼科剪剪一“V”形小口（大小为血管管径的1/3～1/2），朝向心端插入静脉插管并结扎固定。
（5）股动脉分离及插管：将家兔一侧腹股沟处剪毛，沿血管走行方向切开皮肤，长约4cm，用血管钳分离皮下组织及筋膜后，即可见血管和神经；由内至外分别是股静脉、股动脉及股神经，股动脉在中间且偏后方的位置。细心分离出股动脉，在其下方穿两根线备用。股动脉插管主要用于放血或输血等。用线结扎远心端，用动脉夹夹闭近心端，轻轻提起远心端结扎线，用眼科剪在靠近远心端结扎处侧壁剪一小口（大小约为血管周径的1/3），沿向心方向插入插管并做结扎固定。
6.实验动物的处死方法
（1）颈椎脱臼法：该法是处死小鼠常用的方法。将一只手拇指及食指用力向下按住小鼠头部，另一只手抓住鼠尾向后方用力拉，使其颈椎脱臼，导致脊髓和脑髓离断，小鼠立即死亡。
（2）空气栓塞法：该法主要用于处死大动物，如家兔等。将大量空气通过注射器急速注入静脉，空气随血液循环到达右心并伴随心脏搏动，与血液混合使血液泡沫化。泡沫状血液进入肺循环可阻塞其分支且可引起严重的血液循环障碍，导致动物死亡。一般情况，注射20～40mL空气可致家兔死亡。
三、实验操作系统
BL-420生物机能实验系统是机能实验（生理学、病理生理学和药理学）教学与科研的主要仪器设备，是一种集生物信号采集、显示、记录及数据处理功能为一体的智能化实验系统。该系统通过集成硬件和软件，可采集、显示、记录和处理血压、张力、呼吸、生物电（脑电、心电、肌电）等多种生物信号。BL-420生物机能实验系统的使用非常便捷，所有参数设置和实验结果的观察分析都通过计算机上的BL-New Century系统软件完成。该系统的操作界面设计直观，以下是其主界面和操作要点。
1.主界面的组成
（1）标题栏：显示BL-New Century系统软件名称及当前实验项目名称等信息。
（2）菜单栏：包含文件、设置、实验项目、数据处理等主要功能模块。
文件：新建、打开、保存、打印实验数据，退出系统等。
设置：通道参数（采样率、增益、滤波等）、刺激器参数、实验人员信息等。
实验项目：预置实验项目（如心电、呼吸等一键启动）。
数据处理：数据测量（峰值、频率），数据导出（Excel或图片格式）。
（3）工具栏：常用工具快捷按钮（如开始、暂停、保存、标记等）。
（4）信号显示区：实时显示采集的生物信号（如心电、血压、呼吸等）。
（5）参数调节区：可调整通道、增益、滤波、时间常数等参数。
1）通道控制：每个通道都可独立调节。
2）增益：放大信号幅度（如1000×）。
3）滤波：低通滤波（如去除50Hz工频干扰）/高通滤波。
4）时间常数：调节信号低频截止时间（如0.1s用于心电，0.001s用于神经放电）。
（6）状态栏：显示系统状态、采样率、时间等信息。
2.基本操作流程
（1）设备连接与系统启动：首先确保所有硬件正确连接，如将换能器、信号引入线等连接于BL-420生物机能实验系统面板上的相应接口，然后打开计算机，启动BL-420生物机能实验系统软件。软件图标位于计算机桌面，双击图标即可进入软件主界面。
（2）调零和定标操作：实验前需进行调零和定标操作。调零是为了消除生物信号放大器正常范围内的直流零点偏移；定标是为了确定引入传感器的生物非电信号和该信号通过传感器后换能得到的电压信号之间的比值，通过此比值可计算出传感器引入的生物非电信号的真实大小。
（3）实验设置
1）选择实验项目：通过菜单栏的“实验项目”选择预设实验（如“肺水肿”等），或通过“输入信号”菜单自行设置信号输入方式。
2）通道设置：设置采样率（通常为1～10kHz，根据信号类型调整），调节增益、滤波（如高通滤波去除基线漂移，低通滤波去除高频噪声）。
（4）信号采集：点击“开始”按钮，启动采样，实时观察信号波形，使用“标记”功能记录关键事件（如给药、刺激时间点等）。
（5）信号处理与分析
1）波形测量：通过工具栏选择测量工具（如幅度、频率、时间间隔等）。
2）数据保存：点击“保存”按钮，存储原始数据或截图。
结束实验：点击“停止”按钮结束采样，对实验数据进行分析、处理、保存、打印等操作。最后，在菜单栏内选择“退出”命令退出BL-420生物机能实验系统主界面，关闭计算机。
3.常用按钮/选项及其功能
4.注意事项
（1）信号干扰处理：确保所有硬件连接正确无误，避免因接触不良或连接错误导致数据采集异常。确保计算机接地良好，在实验环境周围减少干扰源，如关闭其他电子设备或在干扰较小的位置进行实验。
（2）参数优化：高频信号（如神经放电）需高采样率（≥10kHz），低频信号（如血压）可降低采样率。
（3）数据备份：定期备份实验数据，以防数据丢失或损坏。
5.故障排查
（1）无信号显示：检查传感器是否连接、通道是否启用、增益是否过低等。
（2）信号失真：调整滤波参数或检查传感器是否损坏。
（3）软件卡顿：降低采样率或关闭其他程序释放内存。