购买
下载掌阅APP,畅读海量书库
立即打开
畅读海量书库
扫码下载掌阅APP

第七章
肌少症的潜在生物标志物

肌少症(sarcopenia,又称肌肉减少症)是一种肌肉力量与质量下降,并伴随着功能受损的病理状态。根据欧洲老年人肌少症工作组(the European Working Group on Sarcopenia in Older People,EWGSOP)的意见,肌少症的诊断主要包括了对肌肉质量、肌肉强度与肌肉功能的检测。目前比较常用的肌少症诊断方法主要依赖于肌肉质量的测定,包括双能X射线吸收法(dual energy X-ray absorptiometry,DXA)、生物电阻抗分析法(bioelectrical impedance analysis,BIA)、计算机断层扫描(computed tomography,CT)、磁共振成像(magnetic resonance imaging,MRI)及人体测量学方法等。评估肌肉强度主要采用双手握力、膝屈伸试验评估上、下肢肌力。其中握力测定是一种简便、易于操作的肌肉强度评估方法。常用的肌肉功能评估方法包括日常步速评估法、简易机体功能评估、站起试验、站起步行试验、长距离步行试验等。上述这些检测方法分别对肌肉质量、肌肉强度或肌肉功能中某一方面进行评估,而肌少症的诊断需对上述3个方面进行综合评估。

肌少症作为较为常见的一种增龄性疾病,对老年人群的身体健康产生重要影响,因此建立肌少症早期筛查和评估方法尤为重要。目前肌少症筛查手段较多,各筛查方法均存在一定的优点与局限,多数筛查方法缺乏明确的切点值。近年来对肌少症生化水平的检测备受关注,肌少症特定的生物标志物是临床评估所需要的,可以有效跟踪预防并及时干预治疗。生物标志物是一种标记组织器官结构或功能改变或可能发生改变的生化指标,可用于疾病诊断、疾病分期以及评估新药或新疗法在目标人群中的安全性与有效性。肌少症的发病机制在很大程度上归因于多种因素之间复杂的相互作用,包括伴随增龄出现的身体成分变化、激素水平变化、全身慢性低度炎症,干细胞再生能力受损、活性氧产生、线粒体功能改变、肌肉神经支配改变等。因此,我们可以根据不同的病理生理机制来识别归纳肌少症的生物标志物。在目前研究中,肌少症的生物标志物呈现出多样性的选择。但是,这些标志物几乎没有经过大样本数据的验证。

肌分泌因子(myokine)是指骨骼肌细胞收缩分泌的因子,可在循环血液中检测到,进而用于评估肌肉生物功能的变化。肌分泌因子通过自分泌,旁分泌以及内分泌的方式,在骨骼肌和其他器官组织,包括脑、肝脏、脂肪组织、肠道、胰腺和免疫细胞等中发挥不同作用。这些因子的异常改变可能提示骨骼肌的病理改变,因此有研究已将肌分泌因子作为反映全身代谢的潜在生物标志物。其中许多肌分泌因子,如白细胞介素-6、肌生成抑制蛋白、鸢尾素等,已被发现具有成为肌少症生物标志物的潜在可能。

目前研究并可能成为肌少症的生物标志物,主要分为以下几类:①肌肉蛋白周转因子类;②神经肌肉接头因子类;③炎症因子类;④激素类;⑤小分子核糖核酸类;⑥其他非特异性因子。

一、肌肉蛋白周转因子类

1.肌生成抑制蛋白

肌生成抑制蛋白(myostatin,MSTN)是转化生长因子-β(transforming growth factor-β,TGF-β)超家族成员之一,在胚胎和成人骨骼肌中均有表达。该因子在肌少症的病理生理机制中受到极大关注。MSTN进化上高度保守,在骨骼肌中含量丰富,脂肪组织与心肌中也有表达。MSTN的生理功能在动物实验中得到了反复证实, MSTN 基因敲除小鼠始终表现出骨骼肌显著肥大,而MSTN过度表达或全身给药导致肌肉萎缩,证实了其作为负性肌肉生长调节剂的强大作用。

考虑到MSTN生物学意义,有学者对其在肌少症发展中的作用进行了深入研究,然而这些研究仍存在争议,无法证明血清MSTN与肌少症之间的明确关系。随着年龄增长,MSTN表达可能会上调,研究显示,与年轻受试者相比,在老年受试者中检测到MSTN的mRNA和血清蛋白水平升高,血清MSTN每增加1ng/mL,老年男性出现肌少症的概率就会增加11%。同样,MSTN水平升高的老年人表现出低握力的可能性是MSTN未升高者的7倍。

研究表明,MSTN主要通过增加蛋白质降解在骨骼肌萎缩中发挥作用。游离的MSTN与细胞膜上的激活素Ⅱ型受体A和B(activin Ⅱ receptor A/B,ActRⅡA/B)结合,并与激活素受体样激酶4(activin receptor-like kinase 1,ALK4)或ALK5形成异二聚体。细胞内ALK4和ALK5的丝氨酸/苏氨酸激酶结构域磷酸化Smad2和Smad3,它们与Smad4形成异源三聚体复合物,该复合物易位至细胞核,参与骨骼肌前体细胞增殖分化的基因转录以及成熟肌纤维的蛋白质降解途径。MSTN对Smad2/3的激活也抑制了丝氨酸-苏氨酸激酶(protein kinase B,PKB/Akt)-哺乳动物雷帕霉素靶蛋白(mammalian target of rapamycin,mTOR)通路,因此抑制蛋白质合成。此外,MSTN还通过叉头框 O(forkhead box O,FoxO)转录因子诱导肌萎缩,但具体调控机制仍需要进一步研究。MSTN还被认为是一种促氧化剂,通过核因子κB(nuclear factor kappa-B,NF-κB)和还原型辅酶Ⅱ(nicotinamide adenine dinucleotide phosphate,NADPH)氧化酶在骨骼肌细胞中产生活性氧(reactive oxygen species,ROS),诱导氧化应激发生。 MSTN -/-敲除的衰老小鼠发生肌少症的概率降低,基础抗氧化酶水平增加,而NF-κB水平降低,并有效地清除过量ROS。因此提示,MSTN诱导的ROS可能也导致了肌肉萎缩的发生发展。

由于MSTN显著抑制骨骼肌生长能力,因此与肌少症有着紧密联系,但目前MSTN的表达水平仍存在一定争议。尽管有研究观察到MSTN在老年个体血清中以及骨骼肌中mRNA水平升高,但在其他研究未能显示循环或骨骼肌的MSTN水平的年龄差异。此外,动物模型中也产生了矛盾结果,研究发现肌少症小鼠中MSTN的mRNA未发生明显变化,与年轻动物相比,老年大鼠的表达甚至更低。这些具有争议的发现表明MSTN可能不是肌少症的主要诱因。

大多数研究分析了血液MSTN与不同参数(如年龄)的关联,但MSTN是否可作为肌少症的生物标志,还需要深入分析MSTN与肌少症之间的关系。循环MSTN水平与肌少症相关参数之间的关系高度依赖于年龄、性别及相关合并症,并且也取决于不同的研究人群。近期研究表明,在剧烈运动后24小时内,血液MSTN浓度增加,因此体育锻炼可能会影响血液MSTN水平,这使得在确定MSTN作为肌少症的诊断或预后的生物标志物之前,有必要进一步明确体育锻炼与血液提取之间最合适的时间点,此外,在进行血液分析以测定MSTN水平前,可能需要对测试前几天的身体活动水平提出具体建议。这些内容可能有助于肌少症的早期诊断和预后评估,但MSTN是否可作为肌少症的生物标志物仍需要进一步在不同人群中的大样本研究。

2.激活素A和B

激活素A和B(activins A and B)是TGF-β家族成员,被定义为肌肉质量的负调节因子,在肌肉质量调节中发挥重要作用。与MSTN一样,激活素一般作为前体蛋白产生,激活素与ActRⅡA/ⅡB受体结合,然后招募并激活ALK4。与肌生成抑制蛋白通路类似,活化的ALK4磷酸化细胞内信号分子Smad2/3,进而与Smad4形成复合物并转位入核以调节靶基因表达。研究表明,激活素A触发的ActRⅡB信号通路,包括Akt/mTOR介导的蛋白质合成减少,伴有肌肉纤维化以及肌肉质量与功能的下降。值得注意的是,ActRⅡB或Smad3 的基因缺失导致小鼠骨骼肌显著增加。在癌症恶病质模型中,通过使用可溶性重组ActRⅡB抑制ActRⅡB可逆转肌肉萎缩并延长生存期,而激活素的高表达则会促进小鼠的肌肉萎缩与恶病质的加重。值得注意的是,在这项研究中发现激活素A和B在引起肌肉萎缩的能力是MSTN的100倍,这使得激活素成为迄今为止最强的天然肌肉生长抑制剂。目前的研究结果表明激活素参与了肌肉生理和病理过程,从而可能成为肌少症生物标志物。

3.生长分化因子15

生长分化因子15(growth differentiation factor-15,GDF-15),也称为巨噬细胞抑制性细胞因子1(macrophage inhibitory cytokine-1,MIC-1),是TGF-β超家族的另一个相关成员。在基线条件下,除了在胎盘中高表达外,它在大多数组织中的产生都很微弱。然而在各种类型的中毒、癌症和心血管不良事件中,各组织 GDF-15的产生显著增加,升高的GDF-15血浆水平已被认为是预测心血管疾病死亡风险的标志物。研究发现GDF-15转基因小鼠对诱导的心脏肥大具有抵抗性,限制了心肌细胞肥大。另一方面,与野生型小鼠相比,缺乏GDF-15的小鼠在压力超负荷时表现出心脏肥大和心脏功能丧失。研究还发现,GDF-15的蛋白质和mRNA水平与接受心脏手术患者的肌肉萎缩有关。在心脏手术后出现股四头肌萎缩的患者中,GDF-15血清和mRNA水平升高;在重症监护病房获得性虚弱患者中也发现GDF-15的表达升高。

几项研究表明,较高血清水平的GDF15与肌少症的严重程度之间存在关联。有研究通过4组小鼠(6、10、14和18个月龄)来探索GDF-15水平与年龄、肌肉质量以及耐力之间的关联。在这些小鼠中,组织和血清中的GDF-15 水平随着年龄的增长而增加,GDF-15的血清水平与肌肉重量以及运动耐力均呈强烈负相关。在健康成人(19名男性和18名女性)中测量血清GDF-15水平和肌肉质量发现,GDF-15血清水平与年龄呈正相关,与肌肉质量呈负相关。这些发现支持 GDF-15作为与年龄相关的肌少症的生物标志物的潜力,但GDF15与骨骼肌功能障碍相关的确切机制仍然未知,进一步的基础实验将有助于探索GDF-15在肌少症中的作用机制。

另外,生长分化因子11(growth differentiation factor-11,GDF-11)最初被认为具有MSTN的相似作用。尽管GDF-11与GDF-15在氨基酸序列、受体和信号通路方面有很多重叠,但越来越多的证据表明这两种配体具有不同的功能,GDF-11似乎对正常哺乳动物的发育至关重要,近期有研究提议该因子作为组织衰老的主动调节剂。但关于GDF-11在肌少症中的作用机制还有待进一步研究。

4.卵泡抑素

卵泡抑素(follistatin,FST)是一种单链糖蛋白,被认为是肌肉生长的强刺激剂。过度表达FST的转基因小鼠,其肌肉质量显著增加。FST主要包含三种亚型:FST288、FST315 和 FST300(或FST303);其中,FST315蛋白具有内分泌样活性,主要存在于血液循环中。尽管FST增强肌肉愈合的机制尚不清楚,但似乎与肌肉卫星细胞的生肌潜能增加有关,其可能的机制是FST 对MSTN、激活素A以及TGF-β的抑制。此外,FST过表达小鼠的肌肉肥大伴随着蛋白质合成信号通路Akt-mTOR的增强。FST对Smad3活性的抑制是Akt-mTOR信号传导激活的关键。

FST是治疗肌肉损伤的潜在药物。通过将缺乏肝素结合活性的FST315与鼠IgG1 Fc的N端融合,可产生一种工程化的FST315变体。在正常小鼠中每周给药可引起体重与骨骼肌质量的增加。表达FST的肌生成抑制蛋白抑制剂(命名为 FS I-I)的转基因小鼠表现出骨骼肌增生、肥大和力量增加。值得注意的是,FS I-I转基因小鼠与人类杜氏肌营养不良症模型mdx小鼠杂交所得的小鼠,其骨骼肌增大,细胞浸润减少,肌肉力量恢复。这些研究发现证明FST或FST衍生物在临床上可用于治疗与预防肌肉损伤/萎缩,将FST作为潜在的肌少症生物标志物具有重要的临床意义。

5.骨形态发生蛋白

骨形态发生蛋白(bone morphogenetic protein,BMP)是TGF-β细胞因子家族的另一个成员。目前有20种已知的同种型,它们在多种细胞的生理过程中发挥作用,包括调节细胞存活、增殖、分化、迁移等,具有不同的,有时甚至是相反的作用,并已被广泛研究。BMP是分泌性生长因子,最近研究揭示了它们对骨骼肌的多效作用。研究显示,BMP是肌肉质量的关键增强剂,BMP-Smad1/5/8信号轴的激活可能在预防或改善肌肉萎缩方面有重要作用;BMP-Smad1/5/8轴的激活伴随着小鼠骨骼肌生长增强,并且还可防止肌肉萎缩。尽管这些观察结果表明BMP在肌肉生理学中的调控作用,但目前尚未有关于BMP参与肌少症的相关研究。

6.鸢尾素

鸢尾素(irisin)是由含Ⅲ型纤连蛋白域蛋白5(fibronectin type Ⅲ domain containing protein 5,FNDC-5)结构域裂解产生。鸢尾素主要是由骨骼肌分泌,尤其是在体力活动后产生。研究发现运动后小鼠体内鸢尾素的mRNA表达和血浆水平显著升高,表明其作为体育锻炼促进健康的潜在中介因子。鸢尾素由转录因子过氧化物酶体增殖物激活受体-γ共激活剂1α(peroxisome proliferator-activated receptor-γ coactlvator-1α,PGC-1α)调控分泌,参与许多与能量代谢相关的途径。研究发现,鸢尾素可与αV类整联蛋白的蛋白质结合,目前已确定鸢尾素与αV/β5整联蛋白之间的相互作用。

鸢尾素可增加小鼠白色/棕色脂肪组织的褐变,并通过提高能量消耗增强白色脂肪组织的产热,从而有助于减轻体重、改善胰岛素抵抗、维持葡萄糖稳态。此外,在肥胖和2型糖尿病受试者中观察到循环鸢尾素浓度降低,其基因 FNDC - 5 在肌肉和脂肪组织中的表达降低。因此,鸢尾素在代谢相关疾病中具有潜在的治疗作用。骨骼肌(体重的40%)是鸢尾素的主要储存库,因此决定了其循环水平的改变。鸢尾素参与调节骨骼肌的肌源性分化,线粒体功能以及脂糖代谢稳态。与年龄相关的肌肉质量损失可导致老年人循环中鸢尾素水平降低。有研究显示,在绝经后女性中,血鸢尾素浓度的降低是肌少症的独立预测因素。鸢尾素的治疗可诱导骨骼肌肥大,提高肌肉强度,减少肌肉的坏死与组织纤维化,提示其在肌肉萎缩中的潜在治疗价值。血清鸢尾素水平可用作肌肉功能障碍的潜在生物标志物,帮助预测肌少症的发作,并为监测与年龄有关的肌肉变化提供新的治疗策略。

7.脑源性神经营养因子

脑源性神经营养因子(brain-derived neurotrophic factor,BDNF)是一种神经营养因子,其主要在中枢神经系统中合成。BDNF前体由250个氨基酸残基组成,其长度是成熟BDNF的两倍。BDNF主要通过原肌球蛋白相关激酶B受体(tropomyosin-related kinase B receptor,TrkBR)和p75神经营养因子受体(p75 neurotrophin receptor,p75NTR)发挥作用,在神经元生长、分化以及可塑性中扮演重要角色。BDNF还在原代人类肌管中检测到并由其释放,从而证实了BDNF作为肌分泌因子(myokine)的性质。在骨骼肌中,BDNF参与成肌细胞的增殖分化,运动神经元存活的调节、神经递质的突触前释放以及骨骼肌纤维中突触后区域的维持。在一项对膈肌的研究中揭示了BDNF与肌肉病理学的联系,结果表明BDNF对小鼠肌少症非常敏感,可能机制是BDNF维持运动神经元和肌肉纤维之间改变的营养作用。BDNF的表达水平因骨骼肌收缩而增加,并通过自分泌和/或旁分泌方式参与骨骼肌修复、再生和分化,提示BDNF参与了肌少症的发病机制。然而,有研究显示肌肉来源的BDNF似乎不会释放到循环中,因此BDNF是否可作为肌少症的生物标志物仍然存在诸多问题。

8.成纤维细胞生长因子21

成纤维细胞生长因子21(fibroblast growth factor-21,FGF-21)是FGF超家族中的三种内分泌生长因子之一,主要通过与FGF受体和β-klotho结合发挥其代谢调节作用。FGF-21经典的作用之一是诱导脂肪细胞摄取葡萄糖,促进葡萄糖代谢,从而使 FGF-21在治疗与葡萄糖代谢相关的疾病方面具有重要意义。通过分析血清FGF-21水平与肌少症的关系发现,循环FGF-21与肌肉质量以及握力降低显著相关,即使在调整年龄、性别和体重指数(body mass index,BMI)后亦是如此。这些结果表明FGF-21对骨骼肌存在分解代谢作用,可能参与了老年肌肉萎缩的发生发展。在一项啮齿动物研究中,禁食可导致肌肉萎缩,而在FGF-21敲除小鼠中,禁食导致的肌肉质量损失可得到一定程度的缓解。在人类和大型动物中,使用长效FGF-21类似物治疗会导致体重减轻,这些研究表明FGF-21可能与老年人肌少症有关,但是否可作为生物标志物,还需要进一步研究。

二、神经肌肉接头因子类

1.年龄相关的神经肌肉接头损伤

衰老相关的神经生理功能下降与肌少症的发病机制有关,尤其是神经肌肉接头(neuromuscular junction,NMJ)的受损。神经肌肉接头功能的主要参与者是乙酰胆碱(acetylcholine,ACh),能够触发位于突触后膜中的乙酰胆碱受体(acetylcholine receptor,AChR),产生动作电位,在肌肉兴奋收缩耦联中起重要作用。目前骨骼肌中与年龄相关的神经肌肉接头功能障碍原因尚不清楚,有研究认为线粒体功能障碍、氧化应激、炎症等可能与神经肌肉接头的功能障碍有关。

有学者提出,肌少症的发病可能与神经肌肉接头不稳定有关。在运动神经元中,集聚蛋白与低密度脂蛋白受体相关蛋白4(low density lipoprotein receptor-related protein 4,LRP-4)相互作用以激活受体酪氨酸肌肉特异性激酶(muscle-specific kinase,MuSK),该激酶沿轴突运输并最终释放到突触基底层,然后诱导突触后分化,包括AChR的聚类和稳定。集聚蛋白通过神经胰蛋白酶(一种突触蛋白酶)裂解而失活,从而将可溶性C-端集聚蛋白(CAF)释放至循环中,使其可在人血清中检测到。在小鼠脊髓运动神经元中过度表达神经胰蛋白酶,可出现肌肉质量和力量的早期下降,其组织病理学特征与肌少症相似,例如Ⅱ型纤维丢失、纤维直径的异质性增加以及Ⅰ型到Ⅱ型纤维的过渡。这些研究表明集聚蛋白的过度切割导致CAF水平升高,神经肌肉接头断裂以及肌肉纤维去神经支配,这可能与肌少症的发病机制有关。近期研究发现,与非肌少症受试者相比,肌少症患者的血清CAF水平显著升高。此外,通过测量股外侧肌的功能阈值,确定了CAF血清水平与神经肌肉疲劳之间的显著负相关性。研究还发现CAF血清浓度是老年人四肢肌肉、体重损失的潜在标志物。这些研究结果提示,将血液样本中的CAF作为生物标志物进行评估,可提供肌少症中神经肌肉接头相关的骨骼肌状态信息。

2.肌肉收缩调节蛋白

肌肉收缩调节蛋白包括与心脏和骨骼肌组织收缩过程相关的关键调节蛋白家族。骨骼肌肌钙蛋白T(skeletal troponin T,sTnT)作为骨骼肌特异性亚型可用作肌肉萎缩的标志物。通常在血液循环中无法检测肌钙蛋白,但是正常肌肉更新或肌肉损伤可导致微量肌钙蛋白进入循环中。骨骼肌被多层结缔组织包围和保护,这有助于保持肌肉的完整性。当结缔组织屏障受损时,骨骼肌的内部成分,特别是sTnT会分泌到血液中。因此,血液中sTnT的存在应被解释为病理性的。由于肌少症、恶病质和一些神经肌肉疾病,如肌萎缩侧索硬化、重症肌无力和脊髓性肌萎缩症会显示运动神经元损伤或死亡,因此增强肌节的激活可能对骨骼肌的功能有一定的帮助。研究发现在社区老年人中进行10周的力量训练后,观察到身体功能出现显著改善,包括握力增加。引人注目的是,力量训练的这种有益效果与血清sTnT水平降低有关,表明sTnT可能作为肌肉健康和疾病(肌少症)的生物标志物。

三、炎症因子类

衰老可引起全身的慢性低度炎症反应,导致大量促炎细胞因子产生。这些炎症因子在肌少症的发生发展中起着重要作用,因此也成为了肌少症的潜在生物标志物。

1.白细胞介素-6

白细胞介素-6(interleukin-6,IL-6)是一种众所周知的促炎细胞因子,是最早被鉴定的肌分泌因子之一。它在体外由Ⅰ型和Ⅱ型纤维分泌,并因肌肉的收缩而增加。运动可提高经典抗炎因子的循环水平,例如IL-1受体拮抗剂、IL-16、IL-10。因此,规律的体育锻炼可降低炎症标志物的基础水平,预防以炎症为特征的相关慢性疾病。研究发现,体育锻炼后的 IL-6 血浆浓度也高于静息状态,其基础血浆浓度会暂时增至100倍,但多数时候IL-16不显著的增加更为常见。运动期间循环中IL-6的增加,对肌肉未见任何损伤迹象。而运动引起的IL-6的有益作用通常与其瞬时产生和短期作用有关。相反,持续性炎症、某些类型的癌症以及其他慢性疾病状态与全身IL-6水平的长期升高有关。因此,IL-6表达在运动后的短时间内增加是有益的,而IL-6的慢性升高则可能是有害的。大量研究已显示,IL-6水平的升高与肌肉萎缩也有一定关系。另外,肥胖和2型糖尿病患者,尤其是老年患者,由于久坐或缺乏运动导致肌少症性肥胖的发生,包括IL-6在内的血清促炎细胞因子水平升高,提示IL-6与肌少症以及肌少症性肥胖的发生有密切关系。关于IL-6在肌少症中的作用仍有待阐明,需深入地研究以明确IL-6对肌少症的影响与调节机制,并基于其有益和有害作用,从而选择性地实施干预措施以达到治疗目的。

2.白细胞介素-10

衰老过程中白细胞介素-10(interleukin-10,IL-10)水平的下降可加剧慢性炎症,导致促炎因子活性的增强。IL-10可抑制包括骨骼肌在内的各种组织的促炎反应。该因子通过抑制巨噬细胞的活化,抗原呈递以及 TNF-α、IL-2、IL-6、γ干扰素(interferon-γ,IFN-γ)等细胞因子的释放与活性来抑制炎症反应。IL-10可调节受伤的肌肉中的巨噬细胞从M1型向M2型转换,而巨噬细胞的类型转变对于正常肌肉的生长和再生是必需的。最近一项研究表明,IL-10可减轻与衰老相关的慢性炎症,并促进骨骼肌中的葡萄糖代谢。研究发现血液循环中的IL-10水平与年龄之间存在显著的正相关性,而另一些研究则提出循环中的IL-10水平不会随着年龄的增长而发生变化。尽管不能排除其他原因,但IL-10的升高可能是一种促炎症状态诱导的代偿机制。研究显示,在肌少症患者中存在IL-6和IL-10水平以及IL-6/IL-10比值升高,提示IL-10的表达异常与肌少症的发生存在一定的联系。但目前关于增龄时IL-10的表达变化仍存在争议,因此需要进一步研究以支持将IL-10用作诊断因子和治疗靶点。

3.白细胞介素-15

白细胞介素-15(interleukin-15,IL-15)是IL-2超家族成员之一,其膜表面受体由 IL-2受体 β(IL-2 receptor β,IL-2Rβ)与特定的IL-15 受体 α(IL-15 receptor α,IL-15Rα)链组成。IL-15作为一种肌肉因子备受关注,研究发现IL-15表达有助于体育锻炼对肌肉能量代谢的有益影响,IL-15可通过调节肌肉蛋白质的合成与降解来增强骨骼肌肥大。在衰老动物模型与老年受试者中,肌肉和血清中IL-15和IL-15Rα蛋白水平随着年龄的增长而逐渐下降,并且还发现血浆IL-15水平的降低与肌少症的发病有一定的相关性。在独立生活的百岁老人的血清中,IL-15的水平显著升高,表明IL-15的高表达赋予了抵抗衰弱以及衰老相关疾病的保护作用。

另外,血清中高浓度的IL-15显示出调节线粒体功能、脂质沉积和动员、肌纤维组成、棕色脂肪组织(brown adipose tissue,BAT)能量代谢功能的潜力。IL-15的表达水平与腺苷酸活化蛋白激酶(adenosine 5-monophosphate-activated protein kinase,AMPK)通路的激活相关,可增强肌肉葡萄糖摄取和线粒体氧化功能。研究还表明IL-15 对过氧化氢介导的氧化应激发挥保护作用,并通过骨骼肌细胞中的过氧化物酶体增殖物激活受体δ(peroxisome proliferator-activated receptor δ,PPARδ)依赖性机制增强线粒体活性。尽管研究表明IL-15与骨骼肌代谢和功能维护关系密切,但目前还需要进行深入的基础和临床研究,以更好地了解IL-15是否可能作为肌少症的重要的生物标志物以及治疗靶点。

4.白细胞介素-8

白细胞介素 -8(interleukin-8,IL-8)是与 CXC 受体 2(CXC receptor 2,CXCR2)相关的趋化因子,可促进血管生成。运动可增加肌肉和血浆中IL-8的水平,研究发现,在抗阻运动训练过程中,血浆细胞因子,包括TNF-α、IL-6和IL-8的水平升高与力量强度有关。血清IL-8水平与肿瘤恶病质状态、体重减轻、肌少症呈正相关。目前,IL-8在骨骼肌中的生理功能尚不清楚。

四、激素类

肌少症时体内存在多种激素变化,例如睾酮和脱氢表雄酮(dehydroepiandrosterone,DHEA),生长激素(growth hormone,GH)和胰岛素样生长因子 1(insulin-like growth factor 1,IGF-1)水平的改变,这些激素水平的改变是否可作为肌少症的生物标志物还需要大样本以及深入研究。

1.脱氢表雄酮

脱氢表雄酮(DHEA)由肾上腺皮质分泌,是一种能够调节肌肉生长的主要雄激素。DHEA 水平随着年龄的增长而降低,其与肌肉质量以及力量之间存在密切关系,可能在肌少症的发病机制中起重要作用。DHEA 对身体成分与生理机能产生有益的影响,睾酮(男性从30岁起每年下降1%)具有增加肌肉蛋白质合成的作用,补充睾酮会减少肌肉质量和握力的降低,但外源性补充睾酮也有增加睡眠呼吸暂停、血栓形成和前列腺癌的风险。

2.胰岛素样生长因子

胰岛素样生长因子(insulin-like growth factor,IGF)以组织特异性方式刺激细胞增殖并调节细胞分化。IGF系统包含两种胰岛素样生长因子(IGF-1和 IGF-2)、6种胰岛素样生长因子结合蛋白(insulin-like growth factor-binding proteins,IGFBPs)和两种胰岛素样生长因子受体(IGF-1R和IGF-2R)组成。IGF主要是通过从IGFBPs释放的循环配体(IGFs)激活质膜结合的IGF-Rs来实现。IGF-1通过激活卫星细胞增强骨骼肌再生,从而刺激增生。有学者认为,IGF-1、Akt/PKB和目标信号通路mTOR构成了与肌肉收缩以及肌纤维中蛋白质合成之间的关键环节,该途径的改变可能导致肌少症。在肌肉萎缩期间,IGF-1与受体的结合减少导致Akt/mTOR的激活减少,进而导致蛋白质合成减少。mTOR活性降低也会通过UNC-51样激酶1/2(UNC-51-like kinase 1/2,ULK1/2)信号传导刺激自噬。与此同时,Akt活性降低导致FoxO从细胞质中的分离位点释放,引发萎缩级联反应。

3.生长激素

生长激素(GH)是一种由垂体前叶产生的单链肽。它的产生受生长激素释放激素(growth hormone releasing hormone,GHRH)和生长抑素(抑制GH分泌)的作用调节。与睾酮类似,生长激素水平在30岁后以每年约1%的速度逐渐下降,但更重要的是,老年人每天的生长激素分泌量比年轻人低5~20倍。生长激素分泌的年龄依赖性下降继发于GHRH的减少和生长抑素分泌的增加,生长激素的生长促进作用由循环或局部产生的IGF-1介导,IGF-1被认为是一种有效的合成代谢激素,可以刺激肌肉生长和再生。已经证明全身性IGF-1给药增加了损伤的骨骼肌功能恢复的速度。

4.瘦素

瘦素(leptin)在多个身体器官和系统中发挥一系列病理生理作用。它由脂肪细胞产生,可影响骨骼肌的生物功能,特别是对脂肪分解以及胰岛素敏感性的调控作用。肌肉是葡萄糖的主要消耗组织,因此肌少症的存在是发生胰岛素抵抗的危险因素。在动物模型中,瘦素干预可致肌纤维增大,这可能与激活胰岛素信号通路有关。另外,在老年大鼠中瘦素降低与肌肉异位炎症有关,这可能也是瘦素导致肌肉萎缩的因素之一。

肌肉质量和瘦素之间的关系在人体中可能更加复杂。例如,将老年人的体重标准化(考虑脂肪组织)时,观察到血清瘦素浓度与四肢瘦肉组织质量之间存在负相关。然而,四肢瘦体重未按体重标准化时(不考虑脂肪组织),这种关联减弱或消失,这表明肥胖可能介导了肌少症和瘦素之间的关系。尽管有研究在老年人中观察到血清瘦素和腹部肌肉面积无相关性,但血清瘦素与肌肉密度呈负相关。这些研究表明较高的血清瘦素水平与老年人肌肉质量和功能降低之间存在关联。瘦素常与抗炎脂肪因子脂联素(adiponectin)联系在一起。低循环脂联素与腹部肥胖直接相关。脂联素可通过脂肪酸氧化与AMPK激活的葡萄糖转运蛋白(glucose transporter type 4,GLUT-4)易位来调节骨骼肌的功能。脂联素也在促进卫星细胞的肌生成和抑制蛋白水解中发挥有益作用。目前脂联素与肌少症的关系尚不清楚。在肌少症患者中观察到低血清脂联素水平。相比之下,也有几项大型流行病学研究观察到高血清脂联素水平与低肌肉横切面积(cross-sectional area,CSA)、低肌肉密度、肌肉功能降低以及肌少症的高发病率之间存在关联。目前造成这种矛盾的原因尚不清楚,血清脂联素的“健康”范围可能需要由衰老轨迹期间的U形风险曲线表示。基于这些发现,脂联素可能有助于管理或预防肌少症及其代谢后遗症,但是否可作为潜在的生物标志物还需要深入研究。

五、小分子核糖核酸类

小分子核糖核酸(miRNA)是靶向mRNA的小型非编码 RNA,参与基因表达的转录后调控。小分子核糖核酸在组织和细胞中普遍表达,但部分具有组织特异性。哺乳动物基因组中的小分子核糖核酸对生命的发育和功能至关重要,大量的小分子核糖核酸是重要的调节因子。小分子核糖核酸可通过细胞释放,并存在于各种生物体液中。因此,测量循环中的小分子核糖核酸可提供有关组织或细胞的信息。监测骨骼肌的状态一直是一个长期关注的问题,并且不断进行研究以寻找肌肉损伤的生物标志物,既往的大多数研究都集中在蛋白质或肽上,近年来,循环小分子核糖核酸出现在许多临床领域,是一类新的、有前途的生物标志物。小分子核糖核酸在结构上不同于蛋白质或肽,它们具有较低的分子量和体积,导致在血浆中的释放、扩散或稳定性方面具有不同的特性。Myo-miRNA是一类横纹肌特异性或肌肉丰富的小分子核糖核酸,循环Myo-miRNA可提供有关骨骼肌健康状况的新信息,因此可作为骨骼肌在生理和病理过程的生物标志物。Myo-miRNA 包括横纹肌特异性的 miRNA(miRNA-1、miRNA-133a、miRNA-133b、miRNA-206、miRNA-208a、miRNA-208b和miRNA-499)或肌肉丰富的miRNA(miRNA-486)。由于许多小分子核糖核酸在骨骼肌中表达,因此确定它们的循环水平可能有助于估计肌肉相关疾病。近年来,循环小分子核糖核酸因其在体液中(包括血液循环中)的稳定性而被认为是潜在的非侵入性生物标志物,具有成为肌少症生物标志物以及治疗靶点的可能性。但目前缺乏支持循环Myo-miRNA信号作用的强有力的实验论据,因此有必要深入了解肌肉组织中小分子核糖核酸释放的调控机制,以充分了解小分子核糖核酸作为肌少症生物标志物的可能性和局限性。

随着年龄增长,小分子核糖核酸在骨骼肌中的表达存在差异。小分子核糖核酸通过调控靶基因的表达来调节肌肉细胞生物学的重要过程,包括增殖分化和干细胞更新和维持,其中许多靶基因参与保守的衰老途径。小分子核糖核酸检测技术在不断更新,对其整体作用的理解将更加全面。随着高通量测序技术的发展,发现大量序列、结构、表达和功能不同的小分子核糖核酸分子与肌少症有关。有学者使用TaqMan miRNA 阵列分析了年轻(12月龄)和老年(24月龄)小鼠股四头肌中的小分子核糖核酸,发现与年轻小鼠相比,老年小鼠股四头肌组织中共有57个小分子核糖核酸的表达发生了显著变化,其中36种小分子核糖核酸显著减少,21种小分子核糖核酸显著增加。使用新一代测序技术的年轻(6月龄)和老年(24月龄)小鼠腓肠肌中的全基因组小分子核糖核酸谱中,发现34种小分子核糖核酸随年龄发生差异表达。在人类中,使用小分子核糖核酸阵列报告了来自成年(31岁±2岁)和老年(73岁±3岁)男性肌肉组织的小分子核糖核酸谱,发现有18种小分子核糖核酸在老年与成年人的骨骼肌中差异表达。衰老最明显的身体表现之一可能与干细胞功能的改变有关,随着年龄增长,肌肉干细胞或祖细胞的数量逐渐减少,生肌能力下降。卫星细胞的这些表型变化是肌少症的关键致病因素。研究表明小分子核糖核酸在肌肉干细胞维持中的作用,调节肌肉干细胞能力的小分子核糖核酸可能成为延缓肌肉衰老的潜在治疗靶点,肌肉小分子核糖核酸有望成为肌少症的生物标志物。

小分子核糖核酸在肌少症中的功能研究尚处于起步阶段,其具体作用机制有待进一步阐明。为了全面了解小分子核糖核酸作为肌肉衰老和疾病相关肌肉疾病的生物标志物或治疗靶点的全部潜力,需要在体外和体内系统中进行深入验证研究。

六、其他指标

研究证实,一些生化指标,如肌酐、C反应蛋白、维生素C、维生素E等,与肌少症的关系密切。另外,贫血、低白蛋白血症、血浆硒水平下降、血镁升高、维生素D不足也与肌力下降显著相关。然而,上述指标并非肌少症的特异性指标,因此用于肌少症评估的临床价值有待验证。

1.肌酐

肌酐(creatinine,Cr)是由磷酸肌酸脱去磷酸后产生的,其主要存在于肌肉组织中,并以恒定的速度从尿液排出。有研究提出测定24h尿肌酐水平可以间接评估肌肉质量(1g肌酐约相当于20kg骨骼肌),但该方法需受试者高度配合,且收集24小时尿液要求进行无肉饮食。血清肌酐水平是骨骼肌状态的指标,检测的可及性和低成本使其在老年肌少症患者的整体评估中具有重要意义。血清肌酐可能是受试者骨骼肌质量的可靠、廉价且易于获取的生物标志物。基于 D3-肌酸稀释法的液相色谱-串联质谱法检测尿肌酐,可能是测量全身骨骼肌质量变化的准确方法,这种方法的缺点是成本高,所需机器的可用性有限,通过使用基于D3-肌酸稀释法的液相色谱-串联质谱法,可进一步扩展肌酐作为肌少症参数的评估。尿肌酐测量提供了其前体肌酸的估计值,肌酸在人体中几乎完全来自横纹肌。由于肌酐排泄量在白天有波动,因此进行长时间的尿液收集非常重要。

2.胶原蛋白

Ⅲ型胶原蛋白是通过切割其前体Ⅲ型原胶原蛋白的N末端和C末端部分形成的。在肌肉重塑阶段,Ⅲ型胶原蛋白对成肌细胞的正确定位和发育起主要作用。Ⅲ型前胶原氨基末端肽(procollagen type Ⅲ N-terminal peptide,P3NP)作为Ⅲ型前胶原裂解为胶原过程中产生的小片段,主要存在于软组织、皮肤及肌肉中。研究显示P3NP与神经肌肉接头功能密切相关,与瘦体重的变化呈正相关,因此可能用于评估骨骼肌肌肉质量。P3NP在血清中是可测量的,并且它与四肢肌肉瘦体重的变化有关,因此,P3NP可能是肌少症的潜在生物标志物。

肌肉萎缩的其他血清生物标志候选物中,还包括Ⅵ型胶原蛋白周转相关肽,例如Ⅵ型胶原蛋白N端球状结构域表位(IC6)和基质金属蛋白酶(matrix metalloproteinase,MMP)生成的胶原蛋白6降解片段(C6M)。Ⅵ型胶原蛋白存在于许多细胞的基底膜中,尤其是在肌膜中。这种类型的胶原蛋白的遗传缺陷通常与非常严重的肌肉疾病有关,例如肌营养不良症,突出了这种蛋白质在维持肌肉营养方面的重要性。因此,Ⅵ型胶原蛋白周转相关肽已被提议作为肌肉组织损伤的生物标志物。

3.3-甲基组氨酸

3-甲基组氨酸(3-methylhistidine,3MH)是可能与肌少症的病理生理学有关的分子。它由肌动蛋白和肌球蛋白的组氨酸残基甲基化产生,能够诱导肌原纤维的蛋白水解。3-甲基组氨酸可在尿液或血浆中测量,但在收集尿液或血液样本前3天内有必要停止患者进食肉类,因为肉类摄入会使结果无效。有研究提示了3-甲基组氨酸作为生物标志物的潜在用途。将标有非放射性同位素的3-甲基组氨酸口服给予健康受试者,第二天收集尿液和血浆样本并通过质谱法进行分析,以获得关于肌原纤维蛋白水解的信息。尿中3-甲基组氨酸是1-MH的异构体,已知是蛋氨酸的一种成分。在人类受试者和哺乳动物中,骨骼肌含有可溶形式的3-甲基组氨酸以及与肌肉肌动蛋白和肌球蛋白结合的形式。成人受试者尿量中的3-甲基组氨酸分解代谢物水平为50mg/d,健康儿童约为10mg/d。3-甲基组氨酸的尿液排泄在蛋白质耗尽状态下显著减少,但在在喂养期完成后恢复到正常值。此外,3-甲基组氨酸已被验证为大多数应激障碍(如创伤、败血症和手术)中肌肉蛋白分解的指标,在食用富含肉类的饮食后,3-甲基组氨酸尿检值可能被高估。

4.热休克蛋白72

热休克蛋白(heat shock protein,HSP)是高度保守的蛋白质,其主要作用是通过分子伴侣功能保护蛋白质组。HSP72是热休克蛋白家族成员之一,主要在血液中循环。研究证明血浆中较高的HSP72与较低的肌肉质量、较弱的握力和较慢的步行速度相关,可能是老年人肌少症的潜在生物标志物。剧烈的有氧运动会导致HSP72升高,这种升高是暂时的,一旦压力源(即运动)被消除,HSP72的水平就会恢复正常。研究表明,为期12周的阻力训练会导致老年女性的HSP72减少,百岁老人中HSP72是降低的,较高的HSP72 可能与老年人的不健康状况有关。有研究报告认为老年人的循环HSP70水平降低,这可能与随着年龄增长,产生压力反应的能力降低有关。

5.ω-3脂肪酸

ω-3脂肪酸(ω-3 fatty acid,ω-3FA)由于其抗炎特性,作为维持肌肉健康的营养素引起了普遍的关注。通过气相色谱/质谱法测量125名接受过肌肉质量和功能综合评估的参与者的血清中ω-3脂肪酸水平,在调整性别、年龄和体重指数后,肌少症患者和肌肉力量低下患者的血清ω-3脂肪酸水平分别比对照组低36.5%和32.4%;较高的血清ω-3脂肪酸水平与肌肉力量的增加显著相关。这些发现表明ω-3脂肪酸对人体肌肉稳态可能具有保护作用。另外,几项流行病学研究探讨了ω-3脂肪酸摄入量与肌肉参数之间的联系,结果在很大程度上相互矛盾,可能是由于方法学上的限制所致。ω-3脂肪酸对肌肉代谢有益作用的确切机制尚待阐明,目前可能的机制主要是ω-3脂肪酸的抗炎特性。已知由衰老所致的免疫系统失调和促炎症细胞因子增加引起的慢性炎症会导致肌肉萎缩。因此,减轻炎症是ω-3脂肪酸对肌少症有益的一个合理解释。其次,ω-3脂肪酸可能通过激活mTOR信号直接增加肌肉蛋白质合成速率,mTOR通路是介导骨骼肌生成的关键合成代谢因子。一些研究表明,ω-3脂肪酸对mTOR及其下游调节剂的刺激抑制了与年龄相关的肌肉损失;ω-3脂肪酸还可能通过激活卫星细胞维持肌肉健康。另外,ω-3脂肪酸可以通过改善神经肌肉接头传导性和肌肉收缩活动来增加肌肉力量和功能。综上,较低的血清ω-3脂肪酸水平与老年人肌少症的较高风险显著相关,ω-3脂肪酸可能对人体肌肉稳态具有保护作用。但目前仍需要进一步大规模的纵向研究,以明确循环ω-3脂肪酸水平在肌少症风险评估中的意义。

6.其他

在握力较高的老年男性和女性中观察到血清镁水平与肌肉性能指标(如小腿肌肉力量和握力)之间存在正相关关系。此外,血清25-羟基维生素D水平低不仅与老年人身体机能低下有关,而且与肌肉代谢和质量下降以及握力下降有关。但血浆中这些因素的改变是否可作为肌少症的生物标志物还有待进一步研究。

肌少症已成为危害老年人健康的公共卫生问题之一,并会随着人口的老龄化而不断增加。尽管近年来对肌少症的发病机制以及诊疗方法等有所研究,但仍存在许多限制。了解肌少症的发病机制有助于利用分子研究来早期识别肌少症并为临床的治疗干预提供理论基础。理想的肌少症生物标志物应该是有效的、可重复的、可靠的、特异性的、廉价的和容易获得的。到目前为止,尚未确定有效且独特的肌少症生物标志物。

由于肌少症的多因素发病机制以及生物标志物的种类繁多,单一的生物标志物对肌少症的检测是不可靠的。为明确肌少症的病理生理机制并正确评估肌少症患者,有学者提出可通过使用一组不同病理途径的生物标志物来诊断肌少症,因此我们的目标应该是评估所有相关途径并且互补的生物标志物,它们共同构成了诊断肌少症的理想生物标志物组。在上述提及的潜在生物标志物中,可在每一类中选取具有代表性的因子,组成可从不同方面评估肌少症的生物标志物组。

肌少症生物标志物的确定仍面临诸多问题,不仅需要对这些因子进行大样本的前瞻性研究,另外,生物标志物的特异性、灵敏度与稳定性问题,检测标志物的方法与时机的选择,如血液或组织,疾病发展初期或高峰期等,都是未来需要研究解决的问题。

(郭 艾)

参考文献

1.Kalinkovich A, Livshits G. Sarcopenia: The search for emerging biomarkers. Ageing Res Rev, 2015, 22: 58-71.

2.Drescher C, Konishi M, Ebner N, et al. Loss of muscle mass: current developments in cachexia and sarcopenia focused on biomarkers and treatment. J Cachexia Sarcopenia Muscle, 2015, 6 (4): 303-311.

3.Mancinelli R, Checcaglini F, Coscia F, et al. Biological Aspects of Selected Myokines in Skeletal Muscle: Focus on Aging. Int J Mol Sci, 2021, 22 (16): 8520.

4.Lee SJ, Mcpherron AC. Regulation of myostatin activity and muscle growth. Proc Natl Acad Sci USA, 2001, 98 (16): 9306-9311.

5.Lee SJ. Regulation of muscle mass by myostatin. Annu Rev Cell Dev Biol, 2004, 20: 61-86.

6.Peng LN, Lee WJ, Liu LK, et al. Healthy community-living older men differ from women in associations between myostatin levels and skeletal muscle mass. J Cachexia Sarcopenia Muscle, 2018, 9 (4): 635-642.

7.Rodriguez J, Vernus B, Chelh I, et al. Myostatin and the skeletal muscle atrophy and hypertrophy signaling pathways. Cell Mol Life Sci, 2014, 71 (22): 4361-4371.

8.Hoogaars W, Jaspers RT. Past, Present, and Future Perspective of Targeting Myostatin and Related Signaling Pathways to Counteract Muscle Atrophy. Adv Exp Med Biol, 2018, 1088: 153-206.

9.Carlson ME, Hsu M, Conboy IM. Imbalance between pSmad3 and Notch induces CDK inhibitors in old muscle stem cells.Nature, 2008, 454 (7203): 528-532.

10.Chen LK, Liu LK, Woo J, et al. Sarcopenia in Asia: consensus report of the Asian Working Group for Sarcopenia. J Am Med Dir Assoc, 2014, 15 (2): 95-101.

11.Chen JL, Walton KL, Winbanks CE, et al. Elevated expression of activins promotes muscle wasting and cachexia. FASEB J,2014, 28 (4): 1711-1723.

12.Corre J, Hébraud B, Bourin P. Concise review: growth differentiation factor 15 in pathology: a clinical role?Stem Cells Transl Med, 2013, 2 (12): 946-952.

13.Lippi G, Sanchis-Gomar F, Montagnana M. Biological markers in older people at risk of mobility limitations. Curr Pharm Des,2014, 20 (19): 3222-3244.

14.Wiklund FE, Bennet AM, Magnusson PK, et al. Macrophage inhibitory cytokine-1 (MIC-1/GDF15): a new marker of all-cause mortality. Aging Cell, 2010, 9 (6): 1057-1064.

15.Bloch S A, Lee J Y, Syburra T, et al. Increased expression of GDF-15 may mediate ICU-acquired weakness by down-regulating muscle microRNAs. Thorax, 2015, 70 (3): 219-228.

16.Fan X, Gaur U, Sun L, et al. The Growth Differentiation Factor 11 (GDF11) and Myostatin (MSTN) in tissue specific aging.Mech Ageing Dev, 2017, 164: 108-112.

17.Winbanks CE, Weeks KL, Thomson RE, et al. Follistatin-mediated skeletal muscle hypertrophy is regulated by Smad3 and mTOR independently of myostatin. J Cell Biol, 2012, 197 (7): 997-1008.

18.Nakatani M, Takehara Y, Sugino H, et al. Transgenic expression of a myostatin inhibitor derived from follistatin increases skeletal muscle mass and ameliorates dystrophic pathology in mdx mice. FASEB J, 2008, 22 (2): 477-487.

19.Ruan Q, Zhang L, Ruan J, et al. Detection and quantitation of irisin in human cerebrospinal fluid by tandem mass spectrometry. Peptides, 2018, 103: 60-64.

20.Boström P, Wu J, Jedrychowski MP, et al. A PGC1-α-dependent myokine that drives brown-fat-like development of white fat and thermogenesis. Nature, 2012, 481 (7382): 463-468.

21.Kim H, Wrann CD, Jedrychowski M, et al. Irisin Mediates Effects on Bone and Fat via αV Integrin Receptors. Cell, 2018, 175(7): 1756-1768.

22.Perakakis N, Triantafyllou GA, Fernández-Real JM, et al. Physiology and role of irisin in glucose homeostasis. Nat Rev Endocrinol, 2017, 13 (6): 324-337.

23.Park HS, Kim HC, Zhang D, et al. The novel myokine irisin: clinical implications and potential role as a biomarker for sarcopenia in postmenopausal women. Endocrine, 2019, 64 (2): 341-348.

24.Raschke S, Eckel J. Adipo-myokines: two sides of the same coin--mediators of inflammation and mediators of exercise. Mediators Inflamm, 2013, 2013: 320724.

25.Pedersen BK. Muscle as a secretory organ. Compr Physiol, 2013, 3 (3): 1337-1362.

26.Oost LJ, Kustermann M, Armani A, et al. Fibroblast growth factor 21 controls mitophagy and muscle mass. J Cachexia Sarcopenia Muscle, 2019, 10 (3): 630-642.

27.Talukdar S, Zhou Y, Li D, et al. A Long-Acting FGF21 Molecule, PF-05231023, Decreases Body Weight and Improves Lipid Profile in Non-human Primates and Type 2 Diabetic Subjects. Cell Metab, 2016, 23 (3): 427-440.

28.Bütikofer L, Zurlinden A, Bolliger MF, et al. Destabilization of the neuromuscular junction by proteolytic cleavage of agrin results in precocious sarcopenia. FASEB J, 2011, 25 (12): 4378-4393.

29.Sánchez-Castellano C, Martín-Aragón S, Bermejo-Bescós P, et al. Biomarkers of sarcopenia in very old patients with hip fracture. J Cachexia Sarcopenia Muscle, 2020, 11 (2): 478-486.

30.Lambernd S, Taube A, Schober A, et al. Contractile activity of human skeletal muscle cells prevents insulin resistance by inhibiting pro-inflammatory signalling pathways. Diabetologia, 2012, 55 (4): 1128-1139.

31.Pedersen BK, Febbraio MA. Muscles, exercise and obesity: skeletal muscle as a secretory organ. Nat Rev Endocrinol, 2012, 8(8): 457-465.

32.Catoire M, Kersten S. The search for exercise factors in humans. FASEB J, 2015, 29 (5): 1615-1628.

33.Fischer CP. Interleukin-6 in acute exercise and training: what is the biological relevance?Exerc Immunol Rev, 2006, 12: 6-33.

34.Asadullah K, Sterry W, Volk HD. Interleukin-10 therapy--review of a new approach. Pharmacol Rev, 2003, 55 (2): 241-269.

35.Dagdeviren S, Jung DY, Friedline RH, et al. IL-10 prevents aging-associated inflammation and insulin resistance in skeletal muscle. FASEB J, 2017, 31 (2): 701-710.

36.Alvarez-Rodríguez L, López-Hoyos M, Muñoz-Cacho P, et al. Aging is associated with circulating cytokine dysregulation.Cell Immunol, 2012, 273 (2): 124-132.

37.Forsey RJ, Thompson JM, Ernerudh J, et al. Plasma cytokine profiles in elderly humans. Mech Ageing Dev, 2003, 124 (4):487-493.

38.Yalcin A, Silay K, Balik A R, et al. The relationship between plasma interleukin-15 levels and sarcopenia in outpatient older people. Aging Clin Exp Res, 2018, 30 (7): 783-790.

39.Pistilli EE, Siu PM, Alway SE. Interleukin-15 responses to aging and unloading-induced skeletal muscle atrophy. Am J Physiol Cell Physiol, 2007, 292 (4): C1298-C1304.

40.Maggio M, Lauretani F, Ceda GP. Sex hormones and sarcopenia in older persons. Curr Opin Clin Nutr Metab Care, 2013, 16 (1):3-13.

41.Sakuma K, Yamaguchi A. Sarcopenia and age-related endocrine function. Int J Endocrinol, 2012, 2012: 127362.

42.Vainshtein A, Sandri M. Signaling Pathways That Control Muscle Mass. Int J Mol Sci, 2020, 21 (13): 4759.

43.Burgos-Ramos E, Canelles S, Rodríguez A, et al. The increase in fiber size in male rat gastrocnemius after chronic central leptin infusion is related to activation of insulin signaling. Mol Cell Endocrinol, 2018, 470: 48-59.

44.Tazawa R, Uchida K, Fujimaki H, et al. Elevated leptin levels induce inflammation through IL-6 in skeletal muscle of aged female rats. BMC Musculoskelet Disord, 2019, 20 (1): 199.

45.Vella CA, Cushman M, Van Hollebeke RB, et al. Associations of Abdominal Muscle Area and Radiodensity with Adiponectin and Leptin: The Multiethnic Study of Atherosclerosis. Obesity (Silver Spring), 2018, 26 (7): 1234-1241.

46.Menzaghi C, Trischitta V. The Adiponectin Paradox for All-Cause and Cardiovascular Mortality. Diabetes, 2018, 67 (1): 12-22.

47.Siracusa J, Koulmann N, Banzet S. Circulating myomiRs: a new class of biomarkers to monitor skeletal muscle in physiology and medicine. J Cachexia Sarcopenia Muscle, 2018, 9 (1): 20-27.

48.Yin J, Qian Z, Chen Y, et al. MicroRNA regulatory networks in the pathogenesis of sarcopenia. J Cell Mol Med, 2020, 24 (9):4900-4912. 06suaOaJlSVr/OvMObLTYEPOoCJ2P0Er5KGeWgQKF8QVIn6BtsdVrfknTGn4fflO

点击中间区域
呼出菜单
上一章
目录
下一章
×