下载掌阅APP，畅读海量书库
立即打开
国际上对肌少症的研究热度越来越高，肌少症与衰老、营养、运动障碍、机体合并疾病等多种危险因素相关，现有研究表明肌少症的发病机制包括蛋白质转化失衡、胰岛素抵抗、线粒体功能障碍、慢性低度炎症状态、肌卫星细胞功能障碍等；运动、营养补充及药物（维生素D、睾酮、生长激素等）可以改善肌少症。然而目前临床上尚无理想的方法来防治该病，对肌少症的研究还需扩展深入，因此选择合适的实验模型显得十分重要。
小鼠、大鼠是模拟人类疾病最常用的模型生物，它们的衰老过程与人类相似，具有快速发育的肌肉骨骼系统，可以用于测试各种干预措施的疗效。另外，果蝇、秀丽隐杆线虫、斑马鱼也可作为肌少症的模型动物，具有廉价、寿命短的特点，是分子和基因相关研究的理想工具。由于与哺乳动物的肌肉组织存在差异，比如果蝇肌肉组织中不存在肌卫星细胞，可用于研究的样本组织少，不适用于治疗方法的探究等缺点，导致应用受限。在此总结了肌少症的实验模型，包括动物模型（以小鼠和大鼠为重点研究对象）和细胞模型，并评估了各个模型的优缺点，以确定其在研究肌少症发生发展机制和干预措施上的价值。
衰老是肌少症的主要危险因素，衰老模型已经被广泛用于肌少症的研究。主要包括自然衰老模型、高脂饮食诱导的衰老模型和加速衰老模型。
（1）自然衰老模型：
为标准化老龄相关研究中使用的大鼠模型，美国国家老龄研究所推荐使用Fisher 344和Brown Norway自交系大鼠品系，24月龄的Fisher 344大鼠和32月龄的Brown Norway大鼠被认为进入老年阶段。用作衰老模型的其他大鼠品种包括SD大鼠（平均寿命29～30个月）和Wistar大鼠（平均寿命24个月）。普通实验室小鼠的平均寿命约为2.5年，18～24月龄的小鼠相当于人类56～69岁，因此大多数自然衰老的小鼠模型为18月龄或以上。18月龄的C57BL/6J小鼠的抓力、运动耐力、肌肉体积和肌肉质量均显著低于10周龄的小鼠。一项对10月龄、16月龄、21月龄和25月龄的C57BL/6雄性小鼠的研究发现，与10月龄的小鼠相比，25月龄小鼠后肢肌肉重量降低，日常活动能力、肌肉抓力和体外最大肌力显著降低，表明25月龄自然衰老的C57BL/6J小鼠是研究肌少症的合理模型。另外也有其他年龄阶段的自然衰老小鼠模型，如27月龄、24月龄、22月龄等。自然衰老模型能够最大限度地再现衰老过程，最适合研究与增龄相关的肌少症，但是自然衰老的动物模型存在耗时长、花费高、肌少症发病率不稳定、死亡率较高等缺点，越来越多的研究者选择其他造模方法来缩短肌少症的建模时间。
（2）高脂饮食诱导的衰老模型：
高脂饮食是肌少症的重要危险因素，高脂饮食导致身体成分变化，脂肪组织明显增加，骨骼肌纤维变细，肌肉力量减退，而且高脂饮食能加重骨骼肌萎缩、老化，增加肌肉组织内的炎症反应。有研究显示用高脂饲料喂养6月龄SD大鼠10个月，大鼠出现肌肉组织减少的同时细胞凋亡因子胱天蛋白酶3（caspase-3）含量显著增加；高脂饲料喂养6周龄C57BL/6小鼠8个月后，与正常组相比，高脂组表现出再生肌纤维生长分化显著受损、肌肉组织中胶原沉积明显增加、肌卫星细胞的激活和增殖存在下降趋势。需要注意的是，不是任何年龄的动物喂养任何时间的高脂饮食都能成功建模，有研究将20周龄C57BL/6J小鼠喂养13周高脂饲料后并没有出现骨和肌肉的衰退。为成功地建立模型并贴合临床实际情况，使用中年及以上年龄的鼠进行为期较长的高脂饮食干预可能是更好的方式。另外需要注意的是雄性鼠比雌性鼠更容易受到饮食诱导的肥胖的影响。高脂饮食诱导肌少症模型可以在一定程度上节约建模时间，但存在实验观察指标易受食物摄入和饮食成分影响的缺点；另外，由于高脂饮食喂养的同时常常会造成肥胖，因此高脂饮食诱导的肌少症模型可以作为肌少症性肥胖的动物模型，用于研究与肥胖相关的因素，如胰岛素抵抗等因素在肌少症发生发展中的作用。
（3）加速衰老模型：
建立自然衰老模型需要很长时间，为缩短建模时间和提高研究效率，需要更加迅速的建模方法，于是开发了快速老化小鼠亚系（senescence accelerated mouse/prone，SAMP）。在衰老过程中，SAMP小鼠模型出现与年龄相关的病理表型与老年人类相似，比如老年性/继发性淀粉样变、肾萎缩、老年性骨质疏松等。SAMP小鼠具有多个亚系，SAMP8小鼠是肌少症研究中最常用的快速老化小鼠模型。它常常在8月龄出现肌少症的表现，因此在肌少症相关研究主要使用8月龄以上的SAMP8小鼠。许多研究使用SAMP8小鼠来验证运动、药物对肌少症的影响和疗效。一项用SAMP8小鼠探究运动防治肌少症的研究表明，长期自发的运动有助于衰老相关肌少症的恢复。一项来自中国台湾的研究使用SAMP8小鼠来探究益生菌对肌少症的作用，结果表明干酪乳杆菌可以通过肠道-肌肉轴调节衰老相关肌肉损伤的发生和进展。其他品系的SAMP小鼠也可用于肌少症的研究，比如SAMP1、SAMP6、SAMP10。SAMP小鼠具有建模时间短、肌少症发病率高的优点，但花费高，而且SAMP小鼠不能代表自然老龄化引起的肌少症，它们大多用于研究各种干预措施对肌少症的影响。
（4）D-半乳糖诱导衰老模型：
D-半乳糖可以通过氧化应激、线粒体损伤、慢性低度炎症等机制影响机体细胞的功能。目前，在国内外的衰老和抗衰老研究领域，D-半乳糖亚急性衰老模型作为一种理想的动物模型，广泛应用于老年病的研究、抗衰老措施以及抗衰老药物的筛选等方面，主要用于脑衰老、心脏老化、肝肾功能退化、生殖功能退化等方面研究。近年来，越来越多研究开始探索D-半乳糖导致骨骼肌萎缩的机制及可能的干预措施，D-半乳糖可引起骨骼肌细胞明显凋亡和自噬受损，造成肌纤维横截面积显著降低，骨骼肌肌肉质量与体重的比值降低。用雄性SD大鼠建立D-半乳糖衰老模型，与自然衰老大鼠和同龄对照组相比，D-半乳糖衰老模型表现出氧化应激相关的氧化还原改变，在比目鱼肌中的改变显著并且与自然衰老过程中发生的改变类似。有研究通过活体检测大鼠脑、骨骼肌和肝脏的线粒体功能、氧化应激参数，提出D-半乳糖对骨骼肌的破坏性影响远远大于对大脑的影响。白蔹素、亚精胺联合运动等措施可改善D-半乳糖导致的骨骼肌萎缩。另外，有研究证实D-半乳糖可成功诱导小鼠C2C12成肌细胞衰老，并发现肌脂蛋白能减轻与肌少症相关的纤维化。D-半乳糖可以作为肌少症的潜在诱导剂，并且在模拟衰老上存在优势，更加符合肌少症的特点，但还需更多的研究探索相关机制。
基因工程技术也被用于建造加速衰老或肌肉衰老的模型，基因工程动物模型成为了探究肌少症发生发展机制的另一重要工具。但是，这些模型可能表现出非常典型，甚至出人意料的肌少症特征，而且它们常常存在自然衰老条件下没有的外观特征。此外，由于动物基因敲除一次只能检查一个或几个特定的机制途径，对整个疾病的了解是有限的，因此涉及基因工程模型的研究应该谨慎解释其研究结果。
（1）基因敲除模型：
白细胞介素-10（interleukin-10，IL-10）基因纯合缺失可促进炎性介质核因子κB（nuclear factor-κB，NF-κB）的表达。IL-10敲除小鼠可以模拟人类虚弱、肌无力、炎症、身体功能下降和整体活动减少的特征。50周龄的IL-10敲除小鼠和野生型C57BL/6小鼠的骨骼肌基因表达微阵列分析表明，在125个差异表达基因中，许多基因与线粒体代谢和凋亡有关。IL-10敲除小鼠还表现出线粒体功能障碍，骨骼肌中腺苷三磷酸（ATP）合成率低，线粒体损伤程度高的特点。由于慢性低度炎症是肌少症的重要发病机制之一，IL-10敲除小鼠模型可用于研究存在炎症的情况下肌少症的发病机制。
铜锌超氧化物歧化酶（Cu/Zn-superoxide dismutase，SOD1）敲除小鼠在5月龄时出现肌少症的表型。SOD1敲除小鼠表现出高水平的氧化损伤、迅速老化的肌肉特征和神经肌肉接头的损坏。有研究表明SOD1特异性敲除足以造成青年小鼠运动神经元缺失，但神经肌肉接头损伤、肌肉萎缩、无力直至中年才明显，建议选择中老年SOD1敲除小鼠进行肌少症的研究。
骨骼肌生长激素受体（growth hormone receptor，GHR）或胰岛素样生长因子-1（insulin-like growth factor-1，IGF-1）受体缺失的小鼠表现出肌纤维数量和横截面积减少并伴有肌肉功能缺陷。在6周龄时，GHR敲除小鼠腓肠肌的Ⅰ型纤维比例较野生型小鼠更低，Ⅱ型纤维比例较高，但纤维大小相当。在16周龄时，GHR敲除小鼠的Ⅰ型、Ⅱ型肌肉纤维大小较野生型更小，这种差异持续到26周龄。在6、16周龄时，IGF-1受体缺失小鼠腓肠肌的纤维比例和GHR敲除小鼠有相似的特征，但纤维大小较野生型更小。IGF-1信号通路主要调控肌生成的负性因子——肌生成抑制蛋白，从而参与肌少症的发生发展。但GHR敲除小鼠还表现出明显的外周肥胖、胰岛素抵抗和葡萄糖耐受不良的代谢特征，这与单纯的肌少症模型存在差异，在IGF-1受体缺失小鼠中尚未观察到上述特征。此外，还有研究使用其他多种基因敲除鼠来探索肌少症的发病机制和治疗干预措施。
（2）基因过表达模型：
老年野生型小鼠骨骼肌的肿瘤坏死因子-α（tumor necrosis factor-α，TNF-α）表达水平增加，TNF-α与肌肉萎缩、肌卫星细胞和ⅡA型肌纤维数量减少密切相关。TNF-α过表达的转基因小鼠，在青春期和成年期间就会出现肌少症。TNF-α过表达小鼠的骨骼肌中TNF受体相关因子6表达增加，TNF受体相关因子6能与TNF受体2结合，通过NF-κB诱导肌特异性E3泛素连接酶——肌肉萎缩盒 F蛋白（muscle atrophy F-box protein，MAFbx）和肌肉环状指蛋白 1（muscle ring finger protein 1，MuRF1），参与TNF-α诱导的肌萎缩，促进肌球蛋白重链降解。在衰老过程中对骨骼肌中TNF受体相关因子6信号转导进行药理学抑制可以预防和治疗肌少症。
衰老小鼠和人的萎缩骨骼肌的（前）肾素受体表达增加。在CAG启动子控制下表达（前）肾素受体，观察到（前）肾素受体过表达的转基因小鼠提前死亡，表现出肌萎缩的肌少症组织学特征，使用抗（前）肾素受体中和抗体可显著提高老年小鼠骨骼肌的再生能力，（前）肾素受体过表达的转基因小鼠可作为肌少症的一种动物模型。
（3）线粒体DNA突变模型：
线粒体DNA突变可造成线粒体功能障碍，导致器官功能受损，引发疾病，进而缩短寿命。线粒体DNA的复制、校正主要依赖DNA聚合酶γ。一种带有校正功能缺陷的线粒体DNA聚合酶γ的小鼠表现出线粒体DNA突变率增加、线粒体功能障碍和早衰表型（包括肌少症）。该小鼠模型可作为探究线粒体DNA突变负荷增加对肌少症的影响的动物模型。但是，在与人类相关的研究中只有少数探索了线粒体DNA突变与肌少症之间的关系，大多数关于肌少症和线粒体DNA突变的研究是在动物模型中进行，因此该模型对于探索人类肌少症的意义还需更多的证据。
（1）地塞米松：
长期注射地塞米松会引起体重增加、肌肉萎缩、心脏脂肪堆积等副作用。目前广泛采用地塞米松建立肌萎缩动物模型，大多数模型使用青年大鼠。地塞米松诱导的肌肉萎缩主要是Ⅱ型肌纤维减少导致，与衰老引起的肌肉萎缩一致，地塞米松皮下注射可诱导肌少症动物模型，但是地塞米松也可导致青年大鼠体重减轻，这与很多患有肌少症的老年人体重高于健康老年人的现象不一致。地塞米松诱导肌少症模型的方法具有简便、建模时间短的优点，但该模型的适用范围有限，适用于激素相关的肌少症；另外动物的年龄、地塞米松的剂量和给药天数仍需进一步研究。
（2）肉毒毒素A：
肉毒毒素A能抑制运动神经元乙酰胆碱释放到神经肌肉连接处的突触间隙，导致“化学去神经化”，使肌肉麻痹，肌肉快速丢失。在新西兰白兔股四头肌反复注射肉毒毒素A后，肌力、肌肉质量均有不同程度的下降。对成年雌性Wistar大鼠进行为期6周的肉毒毒素A肌内注射，肌肉质量和肌肉横截面积出现显著降低。大鼠单次注射肉毒毒素A后，肌肉扭矩降低50%，3个月后进行第二次注射，扭矩降低95%，单次注射肉毒毒素A后12个月，肌肉大小恢复，但肌肉收缩功能未恢复。需要注意的是，肉毒毒素A在造成肌肉流失的同时，往往伴随骨质流失，这与衰老相关的肌少症存在一定的差异，而且该建模方式只适用于对局部肌肉的研究，不适合对全身肌少症状态的研究。
后肢悬吊模型是采用动物后肢悬吊装置造成废用性肌肉萎缩。这是一种常用的模拟肌少症的模型，通常2周内可以诱导出肌少症。它能破坏多种细胞过程，如诱导氧化失衡、线粒体功能障碍、细胞间相互作用和异常蛋白质合成/降解进而导致肌肉萎缩。有研究表明，后肢悬吊4周后，实验大鼠比目鱼肌中50%的肌原纤维蛋白损失，比目鱼肌和跖肌的收缩张力和质量减少了约50%。利用小鼠后肢悬吊模型探讨硝酸异山梨酯对肌萎缩和肌少症的影响，结果发现硝酸异山梨酯可以减少肌肉萎缩、改变代谢速率，抵消与年龄相关的肌少症。后肢悬吊模型可以模拟临床上长期卧床、不能活动的肌少症患者的特征，因此使用老年动物进行短期的后肢悬吊，可能是建立与老年相关的活动量减少的肌少症模型的有效方法。
制动建立的肌少症模型主要是造成被固定肌肉失去收缩舒张等活动，从而引起肌肉萎缩。根据研究人员的实验设计，固定时间的范围从1到3周不等，固定的方法有多种，在关节位置进行石膏固定是常用的方法，另外还可使用外科缝合钉、金属回形针、1.5ml离心管、Velcro环、Autoclip伤口夹等。有研究发现固定在收缩状态下的肌肉比拉伸状态下的肌肉萎缩程度更大。后肢固定4周后，大鼠比目鱼肌中Ⅰ型纤维的减少程度比Ⅱ型纤维的减少程度更大。制动模型可用于模拟术后制动患者的肌少症的发生发展，但是较为复杂的制动方法需要专业的手术人员和器械工具，并且存在术后感染的风险，适用范围有限。
骨骼肌的生长、发育和正常功能依赖于运动神经支配和调节。骨骼肌失神经性萎缩是指肌肉内神经的缺失导致骨骼肌废用萎缩，去神经模型已被广泛应用于肌肉萎缩和肌肉丢失的研究。去神经的方法包括胫神经切断术和坐骨神经分期切断术。有研究通过坐骨神经轴切断术诱导肌少症动物模型，用于研究抗氧化剂N-乙酰-L-半胱氨酸对肌少症的治疗效果，结果证明N-乙酰-L-半胱氨酸可作为一种潜在的治疗药物。去神经的小鼠肌少症模型适用于因外伤、手术、疾病等引起的神经源性肌少症及相关药物干预的研究，但是该模型的建立同样需要专业的手术人员，且存在术后感染的风险。
肌少症与增龄相关，也可继发于多种慢性疾病。衰老常常并发多种慢性疾病，因此疾病相关肌少症模型逐渐进入研究者的视野。慢性疾病种类多，相应的动物模型也多种多样，比如含3，5-二乙酯基-1，4-二氢三甲砒啶的饲料喂养C57BL/6小鼠可构建慢性肝病相关肌少症模型；含腺嘌呤的饲料喂养C57BL/6小鼠可构建慢性肾脏病相关肌少症模型；暴露于香烟烟雾的小鼠可构建慢性阻塞性肺疾病相关肌少症模型；不同肿瘤的荷瘤小鼠可构建肿瘤相关肌少症模型，以及化疗药物干预小鼠可构建肿瘤化疗相关肌少症模型；大脑中动脉短时闭塞的急性脑缺血小鼠可构建中风相关肌少症模型；手术结扎动脉造成心肌梗死以及皮下注射血管紧张素Ⅱ的小鼠可构建心血管疾病相关肌少症模型；db/db鼠及链脲霉素诱导的1型糖尿病小鼠可构建糖尿病相关肌少症模型。据目前研究，疾病相关肌少症模型的建模方法主要采用相应合并疾病的动物模型，较为全面地反映疾病相关肌少症的多态性，但目前疾病相关肌少症动物模型的建模方法并未统一，由于疾病相关肌少症的发病率较年龄相关肌少症更高，需要特殊关注与干预，此类相关研究逐渐增多，将来探索出标准的疾病相关肌少症模型的建模方法具有良好的前景。
骨骼肌细胞体外培养模型用于研究肌少症的病理生理，最常用的体外模型以大鼠L6成肌细胞和小鼠C2C12成肌细胞为研究对象，用于探究与肌少症发生发展有关的分子机制。但体外细胞模型通常只能模拟某一因素在肌少症发生发展中的作用，难以代表肌少症的综合特征。近年来，人原代骨骼肌细胞也被用于研究肌肉生成和老化，更有助于了解与衰老相关的肌少症的发生发展机制。
过氧化氢是一种非自由基活性氧，可以通过细胞膜扩散并增加细胞内活性氧水平，特别是骨骼肌细胞。氧化应激水平升高，活性氧在骨骼肌中积聚是肌少症的发病机制之一。用不同浓度（10μmol/L～4mmol/L）的过氧化氢以不同时间干预骨骼肌细胞可诱导细胞损伤，包括氧化应激、细胞凋亡、内质网应激、自噬及线粒体功能障碍。过氧化氢已作为诱导成肌细胞和肌管的氧化应激损伤的方法。过氧化氢导致的骨骼肌细胞氧化应激可用于模拟氧化应激在肌少症发病机制中的作用，但该模型缺乏细胞衰老和炎症等肌少症发病机制的其他特征。
神经酰胺是一种生物活性鞘磷脂，可以在骨骼肌中积累，抑制神经酰胺的从头合成可增强成肌细胞分化。有研究表明，老年大鼠神经酰胺增加与自噬增加和衰老相关的肌质网应激有关。神经酰胺在肥胖伴胰岛素抵抗的人的骨骼肌中明显增加。研究表明C-2神经酰胺可促进肌肉细胞的衰老，增加氧化应激水平，并诱导线粒体分裂。使用棕榈酸酯处理骨骼肌细胞，能导致鞘磷脂合成，特别是神经酰胺的合成。此外，棕榈酸酯可以延缓成肌细胞分化，诱导胰岛素抵抗和细胞衰老，自噬通量受损，并增加 MAFbx 和 MuRF1 基因表达。对于肥胖相关肌少症的骨骼肌衰老和胰岛素抵抗，神经酰胺和棕榈酸酯处理的骨骼肌细胞是一种合适的肌少症细胞模型。
低度炎症状态可导致与衰老相关的骨骼肌丢失。促炎症因子，特别是TNF-α，是肌肉分解代谢的刺激因子。低浓度的TNF-α（3ng/mL～100ng/mL）可刺激肌肉萎缩。越来越多的证据表明，随着年龄增加，MAFbx、MuRF1和TNF-α之间的相关性变得更强，此外，TNF-α可通过p38/MAPK途径诱导C2C12和L6成肌细胞 MAFbx 基因表达，导致蛋白质降解增多。经TNF-α处理的骨骼肌细胞已被用于研究肌肉消耗性疾病的治疗干预，TNF-α通过调节Akt/mTOR/FoxO1信号通路诱导C2C12成肌细胞肌管萎缩，而白藜芦醇可以缓解这种现象。TNF-α还能够在L6成肌细胞中诱导神经酰胺从头合成，从而对肌肉造成损害。TNF-α处理的骨骼肌细胞是研究炎症在肌少症发生发展中的作用的理想模型，然而需要更多的实验证据来证明TNF-α对细胞衰老和线粒体功能障碍等其他肌少症相关机制的影响。
地塞米松处理的肌细胞常用于研究肌萎缩。地塞米松已被证明可通过增加MAFbx和MuRF1表达上调泛素-蛋白酶体系统，造成蛋白质分解。C2C12成肌细胞暴露于地塞米松会显著增加MAFbx、MuRF1和肌生成抑制蛋白的表达，出现肌管直径减小，成肌分化抗原和肌生成素表达减少；在L6成肌细胞中也观察到类似的结果。地塞米松可以通过PKA/Akt信号途径，通过去乙酰化酶Sirtuin1调控过氧物酶体增殖物激活受体γ辅激活因子1α以及叉头框 O（forkhead box O，FoxO）转录因子等机制对肌细胞造成上述影响，但是与肌少症相关的其他机制（如细胞衰老和炎症）是否由地塞米松激活的证据有限。
肌少症实验模型是研究肌少症的重要工具，目前肌少症的建模方法较多，动物模型主要包括衰老模型、基因工程模型、药物诱导、后肢悬吊、制动、去神经模型；细胞模型包括过氧化氢、神经酰胺和棕榈酸酯、TNF-α、地塞米松诱导的模型，各个模型都存在各自的优缺点和适用范围。肌少症与年龄密切相关，自然衰老的建模方式是最贴近肌少症的模型；另外随着生活方式的改变，肥胖等代谢性疾病的发病率增加，采用高脂诱导肌少症的建模方式逐渐增加；此外由于衰老常常并发各种疾病，肌少症相关合并疾病的模型也是另一研究方向。由此看来，根据研究目的和实验设计选择合适的体内、体外研究模型以及继续开发新的更加接近人类肌少症的模型都很重要，以期通过理想的实验模型充分模拟临床上肌少症的发生发展过程，研发更好的治疗方法，改善肌少症患者的现状。
1.Kim C, Hwang JK. The 5, 7-Dimethoxyflavone Suppresses Sarcopenia by Regulating Protein Turnover and Mitochondria Biogenesis-Related Pathways. Nutrients, 2020, 12 (4): 1079.
2.van Dijk M, Nagel J, Dijk FJ, et al. Sarcopenia in older mice is characterized by a decreased anabolic response to a protein meal. Arch Gerontol Geriatr, 2017, 69: 134-143.
3.Kob R, Fellner C, Bertsch T, et al. Gender-specific differences in the development of sarcopenia in the rodent model of the ageing high-fat rat. J Cachexia Sarcopenia Muscle, 2015, 6 (2): 181-191.
4.Hu Z, Wang H, Lee IH, et al. PTEN inhibition improves muscle regeneration in mice fed a high-fat diet. Diabetes, 2010, 59 (6):1312-1320.
5.Bott KN, Gittings W, Fajardo VA, et al. Musculoskeletal structure and function in response to the combined effect of an obesogenic diet and age in male C57BL/6J mice. Mol Nutr Food Res, 2017, 61 (10).
6.Takigawa K, Matsuda R, Uchitomi R, et al. Effects of long-term physical exercise on skeletal muscles in senescence-accelerated mice (SAMP8). Biosci Biotechnol Biochem, 2019, 83 (3): 518-524.
7.Chen LH, Chang SS, Chang HY, et al. Probiotic supplementation attenuates age-related sarcopenia via the gut-muscle axis in SAMP8 mice. J Cachexia Sarcopenia Muscle, 2022, 13 (1): 515-531.
8.Kou X, Li J, Liu X, et al. Ampelopsin attenuates the atrophy of skeletal muscle from d-gal-induced aging rats through activating AMPK/SIRT1/PGC-1α signaling cascade. Biomed Pharmacother, 2017, 90: 311-320.
9.Yanar K, Simsek B, Atukeren P, et al. Is D-Galactose a Useful Agent for Accelerated Aging Model of Gastrocnemius and Soleus Muscle of Sprague-Dawley Rats？Rejuvenation Res, 2019, 22 (6): 521-528.
10.Sumbalová Z, Uličná O, Kucharská J, et al. D-galactose-induced aging in rats-The effect of metformin on bioenergetics of brain, skeletal muscle and liver. Exp Gerontol, 2022, 163: 111770.
11.Mohler MJ, Fain MJ, Wertheimer AM, et al. The Frailty syndrome: clinical measurements and basic underpinnings in humans and animals. Exp Gerontol, 2014, 54: 6-13.
12.Ko F, Abadir P, Marx R, et al. Impaired mitochondrial degradation by autophagy in the skeletal muscle of the aged female interleukin 10 null mouse. Exp Gerontol, 2016, 73: 23-27.
13.Bhaskaran S, Pollock N, C Macpherson P, et al. Neuron-specific deletion of CuZnSOD leads to an advanced sarcopenic phenotype in older mice. Aging Cell, 2020, 19 (10): e13225.
14.Mavalli MD, DiGirolamo DJ, Fan Y, et al. Distinct growth hormone receptor signaling modes regulate skeletal muscle development and insulin sensitivity in mice. J Clin Invest, 2010, 120 (11): 4007-4020.
15.Li J, Yi X, Yao Z, et al. TNF Receptor-Associated Factor 6 Mediates TNFα-Induced Skeletal Muscle Atrophy in Mice During Aging. J Bone Miner Res, 2020, 35 (8): 1535-1548.
16.Yoshida N, Endo J, Kinouchi K, et al.(Pro) renin receptor accelerates development of sarcopenia via activation of Wnt/YAP signaling axis. Aging Cell, 2019, 18 (5): e12991.
17.Aru M, Alev K, Pehme A, et al. Changes in Body Composition of Old Rats at Different Time Points After Dexamethasone Administration. Curr Aging Sci, 2019, 11 (4): 255-260.
18.Brent MB, Brüel A, Thomsen JS. PTH (1-34) and growth hormone in prevention of disuse osteopenia and sarcopenia in rats.Bone, 2018, 110: 244-253.
19.Minamoto VB, Suzuki KP, Bremner SN, et al. Dramatic changes in muscle contractile and structural properties after 2 botulinum toxin injections. Muscle Nerve, 2015, 52 (4): 649-657.
20.Ward SR, Minamoto VB, Suzuki KP, et al. Recovery of rat muscle size but not function more than 1 year after a single botulinum toxin injection. Muscle Nerve, 2018, 57 (3): 435-441.
21.Anderson JE, Zhu A, Mizuno TM. Nitric oxide treatment attenuates muscle atrophy during hind limb suspension in mice. Free Radic Biol Med, 2018, 115: 458-470.
22.Ohira Y, Yoshinaga T, Ohara M, et al. The role of neural and mechanical influences in maintaining normal fast and slow muscle properties. Cells Tissues Organs, 2006, 182 (3-4): 129-142.
23.Kinoshita H, Orita S, Inage K, et al. Skeletal Muscle Cell Oxidative Stress as a Possible Therapeutic Target in a Denervation-Induced Experimental Sarcopenic Model. Spine (Phila Pa 1976), 2019, 44 (8): E446-E455.
24.Russ DW, Boyd IM, McCoy KM, et al. Muscle-specificity of age-related changes in markers of autophagy and sphingolipid metabolism. Biogerontology, 2015, 16 (6): 747-759.
25.Wang DT, Yin Y, Yang YJ, et al. Resveratrol prevents TNF-α-induced muscle atrophy via regulation of Akt/mTOR/FoxO1 signaling in C2C12 myotubes. Int Immunopharmacol, 2014, 19 (2): 206-213.
26.Shen S, Liao Q, Liu J, et al. Myricanol rescues dexamethasone-induced muscle dysfunction via a sirtuin 1-dependent mechanism. J Cachexia Sarcopenia Muscle, 2019, 10 (2): 429-444.