下载掌阅APP，畅读海量书库
立即打开
骨骼肌增龄退行性改变的重要表现之一，就是运动系统形态和功能的退行性改变，常表现出肌肉力量和耐力下降，从而导致老年人生活质量降低，还可引发多种疾病，如肌萎缩、肌无力等。这种运动系统形态和功能的退行性改变是衰老生物学的一个重要内容，对其发生机理的研究，对延缓衰老进程、提高生活质量，无疑有着重要的意义。
线粒体作为细胞的“动力工厂”和“换能中心”，是真核细胞中最重要的细胞器之一，它可通过氧化磷酸化作用为生物有机体提供 90％以上的ATP能量。同时，线粒体在呼吸过程中也可生成活性氧（Reactive Oxygen Species，ROS），构成生物体ROS的主要来源。在细胞生命过程中，线粒体在细胞核基因和线粒体基因的双重控制下不断合成和降解，以适应细胞生理功能的需要。绝大多数的研究表明伴随机体衰老过程骨骼肌氧化能力下降，其中线粒体数量和／或线粒体功能的缺失是其重要影响因素之一 [1-3] 。例如，老年人和老年啮齿类动物骨骼肌具有线粒体功能紊乱特征，表现为线粒体呼吸链复合体IV活性相对于柠檬酸合成酶等酶类显著降低 [4-6] ，氧化磷酸化能量转换功能速率降低，线粒体跨膜电位和ATP合成能力下降，同时也表现出线粒体DNA氧化损伤增加和转录效率降低，线粒体生成的活性氧（ROS）增加等 [7，8] ，而且单个线粒体的氧化能力同样伴随衰老而降低 [9，10] 。老年骨骼肌退行性氧化能力的降低与诸如老年性肌肉萎缩症、肌纤维破损等密切相关 [10，11] 。伴随衰老出现的线粒体功能紊乱可能是由于异常呼吸链复合体的合成导致了氧化损伤蛋白的积聚。有研究表明，伴随衰老过程骨骼肌线粒体DNA拷贝数下降，编码肌肉线粒体蛋白的mRNA浓度降低，因此导致了线粒体蛋白合成率降低 [12-14] 。Lee等报道，在人类细胞复制性衰老过程中，ROS生成增多，导致线粒体数量增加，这一过程反过来又导致线粒体生成更多的ROS [15] 。在骨骼肌退行性改变中尽管线粒体功能的损伤已是不争的事实，但线粒体生物合成是否伴随衰老呈现下降减少趋势还存在一些争议。
线粒体生物合成是指在一个细胞的生命周期中线粒体的增殖以及线粒体的系统合成和个体合成过程 [16] 。研究表明，运动 [17] 和电刺激引起的肌肉收缩，可导致多种转录因子的mRNA和／或蛋白水平升高，都会诱导线粒体生物合成。在线粒体增殖的复杂过程中，细胞内可有 1000多个基因表达，有20％的新蛋白产生，这些主要依赖于核编码基因的调节 [18] ，其中过氧化物酶体增殖激活受体γ的辅激活因子 α （Peroxisome Proliferator Activated ReceptorγCoactivator-1 α ，PGC-1 α ）是线粒体增殖的重要调节子。PGC-1 α 通过刺激核呼吸因子 1（Nuclear Respiratory Factor 1，NRF-1）、核呼吸因子2（Nuclear Respiratory Factor 2，NRF-2）及早期生长反应基因-1（Early Growth Response Gene-1，Egr-1）、C-jun、C-fos和Sp-1，转录过程最终通过线粒体转录因子A （Mitochondrial Transcription Factor A，mtTFA）起调控作用，mtTFA表达后被运输到线粒体内，与mtTFA启动子位点相结合，从而增加线粒体编码的基因表达，通过以上途径来激活核与线粒体内表达线粒体蛋白的基因，线粒体生物合成增加。已有研究证实，小鼠心肌和骨骼肌细胞中若存在PGC-1 α 的过度表达，即可诱导出心肌、骨骼肌线粒体的生物合成 [19，20] 。同时实验证实PGC-1 α 高表达后可以观察到细胞内线粒体数量增加，并伴有核基因NRF-1、NRF-2、mtTFA、解偶联蛋白 2（Uncoupling Protein 2，UCP-2）及线粒体基因细胞色素c氧化酶亚基（Cytochrome Coxidease Subunit，COX）的高表达。肌肉收缩刺激可以诱导出PGC-1 α 和NRF-1的表达，一次性运动即可使PGC-1 α 的mRNA和蛋白表达明显增多 [18] 。研究发现，运动后恢复期，骨骼肌中由运动诱导的PGC-1 α 的转录水平明显提高，而经过耐力训练的骨骼肌中，PGC-1 α 基因对运动更加敏感。已有实验证明，有氧耐力运动引起的肌肉收缩可以增加骨骼肌线粒体的生物合成从而提高能量代谢的效率。这提示我们研究有氧耐力运动是否可以通过诱导线粒体的生物合成，提高能量代谢效率，从而预防肌肉的退行性改变和延缓衰老进程具有重要意义。
就运动诱导线粒体生物合成而言，究竟是什么信号系统主要调控了这些核蛋白的表达？调控的途径如何？目前认为，运动诱导线粒体生物合成的可能因素包括：Ca 2＋ 、ATP水平和线粒体ROS生成增多等 3个主要方面 [21] ，其中ROS可能是问题的焦点，因为生物体在增龄和衰老的过程中，线粒体生成的ROS，如超氧阴离子、过氧化氢等较年轻个体有更高的生成速率。一些实验证实，某些哺乳类生物细胞中，H 2 O 2 作为一种第二信使在信号传导通路中起某种作用 [22] 。运动可引起线粒体源性ROS生成增多，主要由线粒体电子漏生成，在锰超氧化物歧化酶（Manganese-Containing Superoxide Dismutase，MnSOD）作用下迅速被歧化或自发性歧化生成H 2 O 2 。Lee等研究发现，人的肺细胞在亚致死量的H 2 O 2 作用下，线粒体的含量和线粒体DNA拷贝数量增加 [23] 。有研究证明，在运动应激过程中心肌线粒体产生的ROS（主要是H 2 O 2 ）可以激活核呼吸因子NRF-1／NRF-2，并进一步启动核转录因子和线粒体合成必需蛋白的转录、翻译及其转运和装配。去线粒体DNA的Hela细胞中ROS生成明显增加，并伴随NRF-1和mtTFA水平增加。ROS在线粒体生物合成中可能扮演重要角色，但是它是通过什么路径到达细胞核，激活了与线粒体生物合成相关的核基因，增加线粒体的生物合成还尚不完全清楚。
近年来有研究提出，H 2 O 2 可能通过p38丝裂原活化蛋白激酶（p38 Mitogen-Activated Protein Kinase，p38MAPK）路径调控PGC-1 α 的表达，从而介导线粒体生物合成。研究证实，p38MAPK能够直接激发PGC-1 α 基因上游转录因子，如转录激活因子ATF2（Activating Transcription Factor 2，ATF2）和肌细胞增强因子 2（Myocyte-Specific Enhancer Factor 2，MEF2）；同时p38MAPK能够抑制阻遏物p160Myb结合蛋白（p160 Mybbinding Protein，p160MBP）的功能，从而对PGC-1 α 蛋白产生去阻遏作用，启动PGC-1 α 蛋白的活性 [24] 。Akimoto等人的实验证实，耐力运动能够激活p38MAPK信号转导通路，并且刺激PGC-1 α 基因表达。培养肌原细胞和转基因鼠的研究证明，在激活p38MAPK信号转导途径与PGC-1 α 基因转录之间有直接的联系 [22] 。在骨骼肌退行性改变中，增龄和运动诱导线粒体产生的H 2 O 2 是否都可以介导p38MAPK的活化从而促进线粒体的生物合成，它们之间作用机制有何不同，有待我们探索。
增龄过程中运动诱导骨骼肌线粒体生物合成的生物学效应最终取决于线粒体氧化应激水平，细胞内的抗氧化能力和线粒体及mtDNA的质量。在增龄的不同阶段训练的这种生物学效应有何不同，也是本课题关注的重点。
因此，本研究的目的主要是观察大鼠增龄过程中骨骼肌线粒体生物合成的变化特点；探讨增龄过程中线粒体生物合成的作用与意义；阐明长期有氧耐力训练对增龄大鼠骨骼肌线粒体生物合成的诱导作用机理及其生物学效应；为运动医学、老年医学、年龄生理学等有关衰老的基础研究提供实验和理论依据。
［1］Essen-Gustavsson B，Borges O.Histochemical and metabolic characteristics of human skeletal muscle in relation to age.Acta Physiol Scand，1986，126：107-114.
［2］Coggan AR，Spina RJ，King DS，et al.Histochemical and enzymatic comparison of the gastrocnemius muscle of young and elderly menand women.J Gerontol，1992，47：B71-B76.
［3］Sugiyama S，Takasawa M，Hayakawa M，et al.Changes in skeletal muscle，heart and liver mitochondrial electron transport activities in rats and dogs of various ages.Biochem Mol Biol Int，1993，30：937-944.
［4］Rooyackers OE，Adey DB，Ades PA，et al.Effect of age on in vivo rates of mitochondrial protein synthesis in human skeletal muscle.Proc Natl Acad Sci USA，1996，93：15364-15369.
［5］Tonkonogi M，Fernstrom M，Walsh B，et al.Reduced oxidative power but unchanged antioxidative capacity in skeletal muscle from aged humans.Pflugers Arch，2003，446：261-269.
［6］Esai VG，Weindruch R，Hart RW，et al.Influences of age and dietary restriction on gastrocnemius electron transport system activities in mice.Arch Biochem Biophys，1996，333：145-151.
［7］Yen TC，Chen YS，King KL，et al.Liver mitochondrial respiratory functions decline with age.Biochem Biophys Res Commun，1989，165：994-1003.
［8］Ooper JM，Mann VM，Schapira AH.Analyses of mitochondrial respiratory chain function and mitochondrial DNA deletion in human skeletal muscle：effect of ageing.J Neurol Sci，1992，113：91-98.
［9］Conley KE，Jubrias SA，Esselman PC.Oxidative capacity and aging in human muscle.J Physiol，2000，526：203-210.
［10］Drew B，Phaneuf S，Dirks A，et al.Effects of aging and caloricrestriction on mitochondrial energy production in gastrocnemius muscle and heart.Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol，2003，284：R474-R480.
［11］Bua EA，McKiernan SH，Wanagat J，et al.Mitochondrial abnormalities are more frequent in muscles undergoing sarcopenia.J Appl Physiol，2002，92：2617-2624.
［12］Short KR，Vittone J，Bigelow ML，et al.Impact of aerobic exercise training on age-related changes in insulin sensitivity and muscle oxidative capacity.Diabetes，2003，52：1888-1896.
［13］Barazzoni R，Short KR，Nair KS.Effects of aging on mitochondrial DNA copy number and cytochrome c oxidase gene expression in rat skeletal muscle，liver，and heart.J Biol Chem，2000，275：3343-3347.
［14］Camara AKS，Lesnefsky EJ，Stowe1 DF.Potential Therapeutic Benefits of Strategies Directed to Mitochondria.Antioxid Redox Sign，2010，13（3）：279-347.
［15］Lee HC，Yin PH，Lu CY，et a1.Increase of mitochondria and mitochondrial DNA in response to oxidative stress in human cells．Biochem J，2000，348：425-432.
［16］Lehman JJ，Barger PM，Kovacs A.Peroxisome prohferator-activated receptor coactivator-1 promotes cardiac mitochondrial biogenesis.J Clin Invest，2000，106：847-856.
［17］Irrcher I，Adhihetty P J，Sheehan T，et a1.PPAR gamma coactivator-1 alpha expression during thyroid hormone and contractile activity-induced mitochondrial adaptations.Am J Physiol Cell Physiol，2003，284：C1669-1677.
［18］Pilegaard H，SMtin B，Neufer PD.Exercise induces transient transcriptional activation of the PGC-1 alpha gene in human skeletal muscle.J Physiol，2003，546：851-858.
［19］Wu Z，Puigserver P，Andersson U，et a1.Mechanisms controlling mitochondrial biogenesis and respiration through the thermogenic coactivator PGC -1.Cell，1999，98：115-124 .
［20］Carraway MS，Suliman HB，Jones WS，et al.Erythropoietin Activates Mitochondrial Biogenesis and Couples Red Cell Mass to Mitochondrial Mass in the Heart.Circ Res，2010，106（11）：1722-1730.
［21］Kutti D，Kralli A.PGC-1，a versatile coactivator.Trends Endocrin Met，2001，12（8）：360-365.
［22］Akimoto T，Pohnert SC.Exercise Stimulates Pgc-1 Transcription in Skeletal Muscle through Activation of the p38 MAPK Pathway.J Biol Chem，2005，280（20）：19587-19593.
［23］Lee HC，Wei YH.Mitochondrial role in life and death of the cell.J Biomed Sci，2000，7：2-15.
［24］ Yan Z， Steven C， et al.Cytokine stimulation of energy expenditure through p38MAPKinase activation of PPARγcoactivator-1.Molecular Cell，2001，8：971-982.