第八节
实验动物的麻醉技术
Section 8
Animal anesthetic technique

适当的麻醉有助于消除或减轻实验过程中动物的疼痛和不适感觉，使动物在实验中服从操作，确保实验顺利进行，也保障了动物和操作者的安全。

一、动物实验的麻醉类型

动物实验中，麻醉可按效果分为全身麻醉和局部麻醉两大类型。全身麻醉时，动物出现暂时性的中枢神经系统抑制，意识丧失，全身不感疼痛，肌肉松弛，反射抑制等。麻醉的深度和麻醉药物的血药浓度有关，许多手术均要求对动物进行全身麻醉，以减少动物的挣扎，保持安静，并减轻手术操作对动物造成的应激（疼痛，恐惧等）；局部麻醉时，动物仍保持清醒，只是操作局部的痛觉暂时丧失或迟钝，以便实验观察和操作，对重要器官功能干扰较小，麻醉并发症少，并减轻实验中动物局部的疼痛不适以及由此引起的不良情绪，适用于大、中型动物各种短时间内的实验。由于麻醉尤其是全身麻醉时动物处于非常生理状态，对动物的健康和研究具有潜在影响，因此应根据不同的研究目的和要求以及动物的特点选择全身麻醉或局部麻醉，如对啮齿类动物通常实施全身麻醉，而犬等体型较大且在一定程度上能服从调教的动物在某些研究中进行局部麻醉即可顺利操作。此外，研究中需要观察循环和呼吸系统时通常应使用清醒动物，以免麻醉状态影响实验结果，若必须对动物麻醉，则应注意麻醉深度对实验结果的潜在干扰。

二、动物实验常用麻醉方法

麻醉方法是指麻醉剂的给药方法，视麻醉药物特性和麻醉目的而不同，如应用挥发性麻醉药物进行全身麻醉时使用吸入麻醉或者气管内插管法，应用非挥发性药物进行全身或者局部麻醉时使用注射麻醉、喷雾麻醉、涂布麻醉等。

（一）吸入麻醉

是让动物自主吸入麻醉蒸气或气体以达到全身麻醉目的，应用于挥发性麻醉剂，常用麻醉箱（anesthetic chambers）来实现，适合于对较难固定的小动物进行麻醉诱导。最简易的麻醉箱可以是一个诸如玻璃烧杯的器皿，容器中放置浸泡了挥发性液态麻醉药物的棉花或者纱布，待药物挥发麻醉蒸气充满容器，将动物投入容器内即可（图3-1-49）。此种方式虽简便，但动物可能直接接触麻醉剂而引起不适，即便采用铁丝网等将动物和浸润了麻醉剂的棉球隔开，由于麻醉蒸气浓度难以控制，常发生麻醉过浅或者过深，并且也很难避免麻醉蒸气对环境的污染和对操作人员的危害。通过麻醉机向麻醉箱内提供一定浓度的麻醉药蒸气即可解决上述问题。采用适当的麻醉回路（anesthetic circuits）能够保证动物安全地吸入麻醉蒸气以及废气的安全排放。

采用此种方式完成诱导后，需将动物提出麻醉箱进行实验，在实验过程中为了维持动物的麻醉状态，就需采用麻醉面罩给动物继续吸入麻醉蒸气。可以用小烧杯内置一块浸有麻醉剂的棉球，放在动物口鼻处代替麻醉面罩（图3-1-50），当药物即将挥发尽，动物开始苏醒时再加入麻醉剂，或将麻醉机接到麻醉面罩上使用。

（二）气管内插管麻醉

气管内插管麻醉是通过在气管内插管建立人工气道，输入麻醉气体达到全身麻醉的目的，适用于挥发性麻醉剂。气管插管前应了解动物咽喉部的结构，特别是软腭和会厌的解剖关系，选择合适的气管导管（管径、长度）以及喉镜，动物应进行麻醉诱导至消除咳嗽和吞咽反射，必要时应至浅麻醉状态。

1.啮齿类的气管内插管

大鼠和豚鼠的气管内插管常需要使用特制的喉镜或耳镜帮助观察喉部的状况，使大鼠或豚鼠侧卧，将舌头从一侧口角拉出，通过喉镜或耳镜观察其喉部并插入导管；小鼠、地鼠由于个体小，插管较困难。

2.兔的气管内插管

兔的喉部很难看见，如需直视喉部插管，应准备适当的喉镜或耳镜，但可以采用另一种方法而无需直视喉部，即使兔侧卧，抓紧并伸展头部，将头部上提至前肢刚好触及台面，此时可将导管从舌面上轻柔推进至喉部，并从导管的后端辨听呼吸音，如呼吸音强或者导管（聚乙烯材质）内壁有呼出气体的冷凝雾，提示导管接近喉部，此时在兔呼气时将导管轻柔推进即可，否则应退出导管重新进行，该方法适用于体重大于3kg的兔，但不能向声带喷洒局部麻醉剂防止喉痉挛。

3.犬的气管内插管

使犬侧卧，由助手尽量将犬的下颌拉开，拉出舌头，喉镜在舌面上向喉部推进，由于喉部通常被会厌盖住，使用喉镜片末端向上轻提软骨可使会厌前移暴露喉部，此时可使用局部麻醉剂防止喉痉挛，待喉部充分暴露后，将导管插入气管内。

4.猪的气管内插管

暴露猪的喉部较困难，操作时使动物仰卧保定，充分伸展头颈部，拉出舌头时注意避免舌头被牙齿损伤，尤其是雄性猪的犬牙，使喉镜在舌面上向喉部推进，必要时用导管内的导丝末端向下推软腭，进而和会厌分开，到达喉部时喷洒局部麻醉剂（利多卡因），拔出导丝后，导管继续前进，此时常遇到喉壁的阻挡，可微退导管，旋转90°后重新推进。该过程可能反复多次直至导管推进时无阻力感，如强行推进则可能导致严重的喉部损伤、出血以及继发窒息。

（三）注射麻醉

适用于各类非挥发性麻醉药物，应根据麻醉目的、药物的特性和动物特性选择相应的注射途径。

1.全身麻醉的注射途径

最常用的是静脉注射，体型较小的动物如啮齿类（大鼠、小鼠、豚鼠、地鼠）由于静脉注射实施困难，多采用腹腔注射，部分药物可进行皮下或肌内注射。

静脉注射麻醉药物必须控制药物注入速度，宜缓慢，同时观察动物的麻醉程度，包括肌肉的紧张性、角膜反射和对皮肤刺激的反应，当这些活动明显减弱或消失时应立即停止注射。静脉注射时通常先注入用药量的2/3，视动物的麻醉程度注入余下的部分或全部药液。如需持续静脉输注，使用注射泵可更好地控制药物注入速度。如动物在注射时无法保持安静，则需要先行吸入麻醉诱导。

腹腔注射麻醉适用于一次性给药，操作简单易行，常用于啮齿类和兔。操作要点同腹腔注射给药。为了避免麻醉过深，一般也先注射计算药液总量的2/3，如动物已达到所需的麻醉深度，则不必再注射余下的药液，否则应视动物的麻醉深度适当追加注射。

2.局部麻醉的注射途径

（1）区域阻滞麻醉：是在麻醉区域的四周和底部注射麻醉药物，阻断痛觉向中枢传导。

（2）神经干（丛）阻滞麻醉：是在神经干（丛）周围注射麻醉药物，阻滞其传导，使其所支配的区域无痛觉。

（3）椎管内麻醉：是向椎管内注射麻醉药物，阻止脊神经的传导，使其所支配区域痛觉丧失。根据麻醉药物注射的不同部位，可分为蛛网膜下腔麻醉、硬脊膜外腔麻醉、骶管麻醉等，常用于大型实验动物如猪、羊等。

（四）其他麻醉方法

利用局部麻醉剂的组织穿透作用，将药物应用于组织表面，使药物透过黏膜，阻滞浅表神经末梢而达到麻醉目的。如药液点眼，鼻内涂敷，咽喉气管内喷雾，尿道灌注等，常用于鼻腔、口腔黏膜、眼结膜、尿道等部位的手术，这些方法均属于表面麻醉范畴。

三、常用麻醉药物及其用法

（一）全身麻醉药物

用于实验动物全身麻醉的药物可按物理性质分为挥发性和非挥发性两类，挥发性麻醉剂以吸入方式给药，非挥发性麻醉剂以各种注射方式给药。选择适当的全身麻醉药物，在满足研究要求的前提下，还需考虑麻醉效果的种属差异、麻醉药物的体内代谢对研究的干扰、麻醉实施的可操作性等因素。

1.挥发性麻醉剂

实验动物常用的挥发性麻醉剂主要有乙醚、氟烷、甲氧氟烷、异氟烷、恩氟烷、氧化亚氮等。

（1）乙醚

作用特点：乙醚（ether）是一种安全范围较大的挥发性麻醉剂，即使过量使用也很少发生死亡，且对肝、肾毒性小。使用乙醚麻醉的诱导时间和复苏时间均较短，在吸入气体中乙醚蒸气浓度达15%容积时，10分钟左右就可产生外科麻醉效应，麻醉深度容易掌握，麻醉动物肌松完全。乙醚麻醉对交感-肾上腺髓质系统有兴奋效应，吸入乙醚可促使儿茶酚胺释放，使心率加快，心输出量增多，脾脏收缩，血压正常或稍升高。此效应可抵消麻醉药物对心脏的抑制，所以麻醉过程中可维持正常血压，还能使气管平滑肌舒张，胃肠平滑肌张力降低，蠕动减弱。乙醚麻醉比较适用于短时手术或实验操作中的动物麻醉，并且较多用于大鼠和小鼠，但不适用于鸡的麻醉。使用方便，对设备要求不高，开放式、半开放式、封闭式吸入均可。

注意事项：乙醚麻醉诱导期动物常出现较明显的兴奋现象，可在麻醉前20～30分钟给予吗啡使动物镇静。乙醚对呼吸道黏膜和结膜有强烈刺激性，可引起咳嗽并使呼吸道黏液和唾液分泌增多，偶尔导致喉痉挛，通过神经反射还可扰乱呼吸、血压和心脏的活动。为减少气管和唾液腺分泌物，降低动物气道阻塞的危险，可于麻醉前20～30分钟给予阿托品等抗胆碱能药。当动物突然吸入高浓度的乙醚，由于对上呼吸道黏膜的强烈刺激，通过迷走神经的反射作用，有时会引起呼吸暂停。乙醚也具有较高的胃肠道刺激性，随唾液进入消化道可引起呕吐。吸入乙醚导致儿茶酚胺释放可使血糖中度升高并伴有其他代谢改变。乙醚可促进抗利尿激素的分泌，使尿量减少；还兼有箭毒样作用，能抑制神经-肌肉接头的传递，这些效应可能干扰实验。乙醚还可诱发动物既有呼吸系统慢性疾病的急性发作，特别是在兔和啮齿类。此外，乙醚易燃易爆，使用中应注意防火，在光、空气作用下易分解生成乙醛及过氧化物而具有强烈的毒性，因此不能开瓶后久置，超过24小时即不宜再用，否则会增强对黏膜的刺激作用。使用乙醚麻醉还应防止操作人员吸入而影响健康。

麻醉技术参数

诱导浓度：10%～20%。

维持浓度：4%～5%。

麻醉效能（大鼠MAC）：3.2（麻醉效能以最小肺泡气浓度MAC反映，是指钳夹动物脚趾50%动物不发生痛反应时肺泡麻醉药的浓度，MAC越大，则麻醉效能越小）。

（2）氟烷

作用特点：氟烷（halothane）是卤族吸入麻醉药的代表，在兽医临床使用较普遍，其麻醉诱导和苏醒均较快（1～3分钟），不过长时深麻醉后苏醒还是较慢。氟烷无刺激性，多数动物接受性良好，麻醉性比乙醚强很多，肌松虽不够理想，但足以满足一般实验要求。氟烷不可燃不易爆，但挥发性大，必须由标准挥发罐给药以控制吸入浓度，避免浓度过高而致命。与乙醚混合使用可减轻两者副作用并增强效力。

注意事项：氟烷对心血管系统有抑制作用，麻醉动物可出现心动徐缓，同时外周血管扩张，在外科手术中容易引起中度低血压。对呼吸系统也有剂量依赖性抑制，较深麻醉时潮气量减少，支气管扩张使呼吸道阻力减小而加大解剖死腔，二氧化碳蓄积发生呼吸性酸中毒。反复应用可致肝损伤，并使肾血流量减少，肾功能下降。氟烷在强光下分解。因氟烷价格昂贵，应使用封闭式吸入以减少浪费。

麻醉技术参数

诱导浓度：4%～5%。

维持浓度：1%～2%。

麻醉效能（大鼠 MAC）：0.95。

（3）甲氧氟烷

作用特点：甲氧氟烷（methoxyflurane）是一种无刺激的强效吸入麻醉剂，具有一定的术后镇痛作用，麻醉诱导慢，应用于大动物时最好用于麻醉维持而不适合作为麻醉诱导，但在麻醉箱中诱导小动物很安全，其蒸气浓度低可减少麻醉过量危险，尤其适合新生动物麻醉的诱导和维持。和氟烷相比，相同麻醉深度对动物呼吸和心血管系统抑制较轻。

注意事项：当长时间麻醉时，甲氧氟烷在体内代谢产生的氟化铁可能会损伤肾。

麻醉技术参数

诱导浓度：3%。

维持浓度：0.4%～1%。

麻醉效能（大鼠 MAC）：0.22。

（4）恩氟烷

作用特点：恩氟烷（enflurane）的麻醉诱导和苏醒较快，有利于简便、迅速地调节麻醉深度，无刺激性，不良反应类似氟烷，但效力较氟烷和异氟烷弱。恩氟烷吸入后大多通过肺清除，很少在体内经肝代谢，故对肝脏微粒体酶系统的诱导很小。

注意事项：高浓度可使犬呼吸抑制，呼吸频率和潮气量均减少，二氧化碳分压升高，血压和pH下降，5%及更高浓度吸入可使动物长时间屏气，对心肺功能影响比异氟烷稍大。

麻醉技术参数

诱导浓度：3%～5%。

维持浓度：1%～3%。

（5）异氟烷

作用特点：异氟烷（isoflurane）是恩氟烷的同分异构体，其麻醉诱导快且平稳，苏醒也快，并且动物复苏状况良好，能简便、迅速地调节麻醉深度。异氟烷对黏膜无刺激性，动物吸入不会引起强烈反抗，对心血管抑制轻，其生化转化率比恩氟烷低，几乎完全由肺清除，对肝脏微粒体酶系统的诱导很小，因此对药动学试验和毒理试验的干扰最小。肌松效果良好。

注意事项：对呼吸系统的抑制强于氟烷，可影响通气量，其刺激性异味可引起兔诱导时屏气，但在多数其他动物未见此现象。

麻醉技术参数

诱导浓度：4%。

维持浓度：1.5%～3%。

麻醉效能（大鼠 MAC）：1.38。

（6）氧化亚氮

作用特点：氧化亚氮（methoxyflurane）又称笑气，是气态全麻药的代表，毒性小，镇痛作用好，动物恢复快。吸入的氧化亚氮主要溶解在血浆里，不与血红蛋白结合。动物吸入后大脑皮层很快受到抑制，意识丧失，随之丘脑和小脑也受到抑制，如果不发生缺氧则延髓中枢不受抑制，各种反射不消失。挥发性麻醉剂中，氧化亚氮对动物心血管和呼吸系统抑制最小，但麻醉效能很低，单用仅为浅麻醉，肌松不佳，其主要应用价值在于与其他吸入麻醉药合用并降低后者使用浓度，从而降低麻醉对心血管和呼吸的抑制。

注意事项：氧化亚氮的麻醉效能低，故不能单独产生麻醉作用，甚至不能使某些动物意识丧失，氧化亚氮常和氧气以50：50或60：40的比例混合使用，作为麻醉蒸气的载体。由于长时间吸入氧化亚氮的动物在麻醉完毕停止供气后容易发生弥散性缺氧，即此时溶解在血液中的氧化亚氮由于分压差而大量排出到肺，致使肺泡内氧气浓度被冲淡，故麻醉结束后应给动物吸入100%的氧气3～5分钟以减轻缺氧状况。

麻醉技术参数

麻醉效能（大鼠 MAC）：250。

2.非挥发性麻醉剂

实验动物常用的非挥发性麻醉剂有巴比妥类、氯胺酮、水合氯醛、乌拉坦等，常采用静脉注射或腹腔注射给药，有时也可采用皮下注射或肌内注射，用法和用量见表3-1-13。

（1）硫喷妥钠

作用特点：硫喷妥钠（thiopentone）属于速效巴比妥类药物，一次给药麻醉维持时间通常在15～30分钟，且麻醉诱导和苏醒均较快。硫喷妥钠麻醉诱导平稳，便于用作追加剂量，可分多次注射以满足长时手术的需要，采用静脉滴注方式给药可维持较长麻醉时间并且对动物安全。对胃肠道无副作用。

注意事项：麻醉维持时间和麻醉深度与注射速度有关，快速注入时麻醉深度较深但维持时间较短。肌松不佳，多用于全麻诱导或与其他药物合用。对呼吸和循环均有一定的抑制作用，常引起动物喉头痉挛，减缓注射速度可缓解，且不宜和吗啡合用。水溶液不稳定，宜现配现用。

使用方法：常用浓度1%～5%。多采用静脉注射给药，以0.2ml/s速度推住。对腹膜刺激较大，故不宜使用腹腔注射。

（2）巴比妥钠

作用特点：巴比妥钠（barbital sodium）属于中效巴比妥类药物，是最常用的一种动物麻醉剂。巴比妥钠具有较大的安全范围和较小的毒性，麻醉诱导快，维持时间较长，适用于时间较长的手术操作。不影响血糖水平，适合需要观察血糖指标的实验。

注意事项：全麻剂量下对呼吸和血压有一定抑制作用。由于主要在肝脏代谢转化，不适用于需要观察肝功能的实验或者肝病动物模型研究。

使用方法：用于腹腔注射和静脉注射均可。常用浓度6%～10%，多以生理盐水配制。

（3）戊巴比妥

作用特点：戊巴比妥（pentobarbital）属中效巴比妥类药物，麻醉诱导较快，一次给药可维持2～4小时的麻醉状态，适合一般实验的需求，对循环和呼吸系统无显著抑制，常用其钠盐（戊巴比妥钠，thioethamyl）。

注意事项：以达到外科麻醉的剂量应用于啮齿类小动物时常易导致死亡，宜将剂量调整至达到浅麻醉状态，随后使用吸入麻醉剂达到完全麻醉状态。对较大的外科手术镇痛作用差。主要经肝脏代谢，对肝微粒体酶有明显诱导作用。

使用方法：常用浓度1%～3%，以生理盐水配制，常需加温促进溶解，配制后较稳定，可于常温下放置1～2个月。静脉或腹腔注射均可。

（4）苯巴比妥钠

作用特点：苯巴比妥钠（phenobarbital sodium）属于长效巴比妥类药物，应用方便且作用持久，在普通麻醉用量情况下对于动物呼吸、血压和其他功能无明显影响。

注意事项：麻醉苏醒时间较长，且麻醉监护较复杂，多用于无需动物存活的研究。

使用方法：常用5%溶液，静脉注射和腹腔注射均可，但腹腔注射时在静脉注射用量基础上增加10%～15%。通常在实验前0.5～1小时给药。

（5）氯胺酮

作用特点：氯胺酮（ketamine）属分离性麻醉剂，盐酸氯胺酮是其中最常用的一种。分离性麻醉剂抑制大脑中枢的丘脑-新皮质系统，镇痛作用较强，但可兴奋中枢某些部位，虽能显示镇静作用，但动物受惊扰后能觉醒并表现有意识反应，呈现“心神和外界环境分离”的状态。氯胺酮麻醉剂注射后很快使动物进入浅睡眠状态，但不引起中枢神经系统深度抑制，所以，麻醉的安全性相对较高，是一种镇痛麻醉剂。多用于大型灵长类动物的镇静，也常用于对猫和猪的制动，在犬和啮齿类麻醉中也有较多应用，根据剂量不同产生镇静、催眠到麻醉效果，可用于化学保定、基础麻醉、全身麻醉等。氯胺酮麻醉时动物眼睛仍睁开，各种反射包括眨眼反射正常，能保持正常充分的呼吸。对肝、肾未见不良影响。

注意事项：给药后可增加唾液腺、气管支气管腺的分泌。对犬等大型动物呼吸抑制不明显，但对啮齿类可严重抑制呼吸，且对兔和啮齿类的镇痛效果与麻醉效果均不够可靠，对其他动物单独使用也有骨骼肌紧张、咽喉反射消失过迟等现象。兴奋循环系统，导致心率加快，血压升高。麻醉恢复期有发生痉挛的倾向，并以兴奋、定向力障碍和产生幻觉为特征，将动物置于安静、昏暗和无惊扰的环境中有利于平稳恢复。能透过胎盘屏障，故慎用于妊娠动物。容易出现依赖性。

使用方法：静脉注射常用1%浓度，肌内注射和腹腔注射常用5%～10%浓度，需应用抗胆碱能药物减轻唾液和气管内的分泌。可与地西泮合用以消除动物骨骼肌紧张和咽喉反射消失过迟的缺点。

（6）水合氯醛

作用特点：水合氯醛（chloral hydrate）麻醉维持时间较长，一般为数小时，但麻醉深度较浅，是一种良好的镇静催眠药物。一般应用时对延髓中枢无影响，但对呼吸有一定抑制作用，大剂量应用时抑制延髓呼吸中枢和血管运动中枢，出现呼吸抑制和血压降低，并抑制心肌代谢（非迷走的影响）和引起心动徐缓（迷走的影响）。常用于不要求动物存活的刺激较轻的手术操作。

注意事项：麻醉剂量和中毒剂量接近，安全范围小。动物苏醒中常有激惹现象。兔和啮齿类用后常有肌肉紧张。镇痛效果差。对皮肤和黏膜有较强刺激，如静脉注射时漏出到皮下可引起炎症。

使用方法：可使用口服、静脉注射、直肠灌注等方式给药。口服或灌肠应配成浓度为1%～3%的糊状，以减轻对黏膜的刺激，以生理盐水配制溶液的浓度不超过10%，醇溶液不超过5%，否则可溶血而使动物发生血尿。

（7）乌拉坦

作用特点：乌拉坦（urethane）即氨基甲酸乙酯，作为注射麻醉剂其安全范围大，作用温和持久，有效麻醉时间可达6～10小时，适用于多种实验动物，尤其是兔和啮齿类。在深度麻醉时对呼吸和循环均无明显抑制，可维持正常血压和呼吸。

注意事项：麻醉后恢复期较长，故多用于无需动物存活的研究。全程使用乌拉坦麻醉应注意给动物保温。由于具有致癌性，应避免长期接触，并可能影响肿瘤相关研究。

使用方法：可采用多种给药途径和方式。常配制成20%的溶液静脉注射给药，或腹腔注射、肌内注射，对犬、猫、兔也可采用直肠灌注或皮下注射给药。

（8）氯醛糖

作用特点：氯醛糖（chloralose）安全范围大。可实现长达8～10小时的轻度麻醉。对心血管和呼吸系统的抑制轻微，对植物性神经中枢的功能无明显抑制作用，可增强脊髓反射活动。

注意事项：镇痛作用差。麻醉诱导和苏醒时间长，且伴有不自主兴奋。单独应用于动物时常可见自发性肌肉活动。

使用方法：常用于长时的致死性手术。可与乌拉坦合用以防止自发性肌肉活动。

3.全身麻醉药物的体内代谢

一些全身麻醉药物经机体代谢而破坏，该过程激活肝脏的微粒体酶系统，从而对动物的正常生理生化过程造成影响，尤其是干扰新药或化合物的体内试验，因此必须事先明确所用麻醉药物在体内的代谢途径及其可能的影响，并尽量使用生物转化率低的药物。挥发性麻醉药物中的异氟烷在体内几乎不经过生物转化，而完全由肺清除，乙醚和氟烷大部分经肝脏代谢，麻醉后肝脏微粒体酶系统被显著诱导，恩氟烷大部分通过肺清除，很少经肝脏代谢，对微粒体酶系统诱导较小。非挥发性麻醉药物中，戊巴比妥钠可明显诱导微粒体酶系统，盐酸氯胺酮长期使用后也具有一定诱导作用而减弱以后注入药物的效应。

（二）局部麻醉药物

局部麻醉药直接作用于局部神经组织，通过阻碍神经冲动的传导达到局部麻醉的效果。根据麻醉的部位和药物特性，可采用注射（区域阻滞麻醉、神经干/丛阻滞麻醉、局部浸润麻醉、椎管内注射麻醉）、点滴（眼）、涂抹（鼻腔）、喷雾（气管、咽喉）、灌注（尿道）等方式给药。

1.普鲁卡因

普鲁卡因（procaine）是无刺激的快速局部麻醉剂。毒性小，麻醉起效快，但对皮肤和黏膜穿透力较弱，需经注射给药，常用于区域阻滞麻醉、局部浸润麻醉，椎管内麻醉。注射后1～3分钟产生麻醉作用并维持30～45分钟。普鲁卡因容易从局部被吸收入血致药效丧失，故常在每100ml溶液中加入0.2～0.5ml浓度为0.1%的肾上腺素以延长麻醉时间（1～2小时）。当大量普鲁卡因被吸收入机体后，表现出中枢神经系统先兴奋后抑制，这种作用可用巴比妥类药物预防。

2.利多卡因

穿透力和麻醉效力约比普鲁卡因强2倍，作用时间也相应更长，常用于表面、浸润、传导麻醉和硬膜外麻醉，多用1%～2%溶液作为大动物神经干阻滞麻醉，也可用0.25%～0.5%溶液作局部浸润麻醉。

3.丁卡因

化学结构和普鲁卡因相似，但能穿透黏膜，作用迅速，局部麻醉作用比普鲁卡因强10倍，经机体吸收后毒性也相应增强。给药后 1～3分钟起效，可维持60～90分钟。

（三）麻醉配合用药

麻醉配合用药是一些配合麻醉药物使用而使麻醉过程更安全、更顺利，并有助于减轻动物痛苦和紧张情绪的药物，主要有抗胆碱能药、镇痛药、安定和镇静药以及麻醉拮抗药物。前3类通常在麻醉前使用，麻醉药物的拮抗剂可在麻醉中以及麻醉后使用，用于纠正麻醉过深或者促进动物复苏。这些药物主要具有以下作用：

Ⅰ 减少恐惧和忧虑，镇静作用，减少麻醉诱导前的应激；

Ⅱ 减少全麻用药量，从而减少药物副作用；

Ⅲ 使麻醉诱导更平稳；

Ⅳ 使麻醉苏醒更平稳；

Ⅴ 减少唾液和支气管分泌物，保障气道通畅；

Ⅵ 阻断迷走神经反射，该反射可由气管插管和手术操作引起心跳减慢；

Ⅶ 减少术前疼痛，减轻术后早期疼痛；

1.抗胆碱能药

（1）阿托品：

可减少气管和唾液腺分泌物，减少气道阻塞的危险；保护心脏免受气管插管、手术操作特别是内脏操作引起的迷走神经抑制，纠正某些阿片类药物如芬太尼引起的心跳减慢。其副作用是心跳加快，故在心跳加快时不能应用，在可能引起窦性心动过速的情况下如心脏手术中慎用。在反刍动物由于不能完全阻断唾液腺分泌而使分泌物更加黏稠。某些品种的兔由于具有阿托品酯酶而能很快代谢阿托品，使其药效难以预料。

（2）格隆溴铵：

格隆溴铵（glycopyrrolate）可减少气管和唾液腺分泌物，保护心脏免受迷走抑制。其作用时间比阿托品长，在兔和啮齿类中应用不受阿托品酯酶的影响，不通过血脑屏障。其副作用是可使心跳加速，不过在一些种类动物中的作用不如阿托品明显。

2.安定药和镇静药

安定药产生平静的效应而不导致镇静，大剂量应用下可致共济失调和抑制，但动物容易被唤醒，特别是疼痛刺激时。镇静药产生嗜睡效应，明显减轻动物的恐惧和忧虑情绪。两类药的药理作用多有重叠。

（1）吩噻嗪类：

吩噻嗪类（phenothiazines）包括氯丙嗪（chlorpromazine）、乙酰丙嗪（acepromazine）、丙嗪（promazine）。可产生镇静效应，强化麻醉药物、催眠药物和麻醉性镇痛药物的作用，减少达到外科麻醉的用药量，其镇静作用能维持至麻醉后而使麻醉复苏更平稳。副作用是导致外周血管舒张引起中度的低血压，抑制体温调节中枢而可能出现中度的体温过低状况。正常动物能够耐受这些副作用，但在循环容量不足的动物如脱水动物和失血动物可引起较严重后果。这类药物无镇痛作用，但可强化阿片类镇痛药的作用。

（2）丁酰苯类：

丁酰苯类（butyrophenones）包括氟哌利多（droperidol）、氟阿尼酮（fluanisone）、阿扎哌隆（azaperone），前两者是神经安定复方中的成分。丁酰苯类作用类似于吩噻嗪类，但药效更强，其引起低血压的效应则比吩噻嗪小。

（3）苯二氮 类：

苯二氮 类（benzodiazepines）包括地西泮（diazepine）和咪达唑仑（midazolam）。具有强效安定和镇静作用，但效应的种属差异很大，对兔和啮齿类的镇静作用很强，而对犬和猫等则反而使动物轻度兴奋并出现定向力障碍。可强化麻醉剂和麻醉性镇痛剂的效应，并具有良好的骨骼肌松弛作用，但是单独使用在某些情况下可产生痛觉过敏效应（hyperalgesic effect），如镇痛不完善时疼痛加剧，需合用有效的镇痛剂。其特异性拮抗剂是氟马泽尼（flumazenil）。

（4）α ₂ -肾上腺素能激动类镇静剂：

α ₂ -肾上腺素能激动类镇静剂（α ₂ -adrenergic agonist tranquillizers）包括甲苯噻嗪（xylazine）和美托咪定（medetomidine），是强效镇静剂，对有些动物还具有催眠作用，镇痛效应具有种属差异，但在多数动物可产生轻度到中度的镇痛，能强化多数麻醉药物。大剂量应用时可产生心血管和呼吸抑制。在实验中，甲苯噻嗪和氯胺酮合用可产生外科麻醉效果，在小鼠和大鼠两者联合使用具有显著利尿作用。在多种动物，美托咪定能产生完全无运动的强镇静作用。

3.麻醉性镇痛药

包括吗啡（morphine）、哌替啶（pethidine）、丁丙诺啡（buprenorphine）、美沙酮（methadone）、芬太尼（fentanyl）等多种，可产生中度镇静和深度镇痛，实现术前镇痛并减少麻醉药物用量，还可减轻术后疼痛程度，但某些动物术前应用会引起运动增多和兴奋，大剂量应用时可能产生呼吸抑制，对犬和灵长类应用时可能引起呕吐。

4.神经肌肉阻滞剂

又称骨骼肌松弛剂（肌松剂），直接影响神经肌肉接头递质-受体效应，可对骨骼肌产生麻痹作用，使其失去原有张力。动物进行机械通气（呼吸机）时，常用神经肌肉阻滞剂消除自主呼吸，以利于气管内插管的实施和机械通气稳定。暴露术野时应用神经肌肉阻滞剂可减弱骨骼肌张力，减轻手术操作对周围组织的损伤。神经肌肉阻滞剂也常用作化学保定。

常用的神经肌肉阻滞剂有去极化和非去极化两类。去极化类以琥珀胆碱为代表，其作用与神经肌肉接头处的正常递质类似，但产生持续去极化，可以阻滞肌肉再收缩，因此在达到骨骼肌完全麻痹前会产生广泛、无规律的肌肉束颤动。非去极化类阻滞剂又称竞争性阻滞剂，此类药物通过与乙酰胆碱竞争神经肌肉接头的受体而发挥作用，在产生效应前不引起肌肉纤维的自发性收缩，其作用可通过加大乙酰胆碱浓度逆转，常用加拉碘铵（三碘季铵酚），其拮抗药物是新斯的明。

神经肌肉阻滞剂常通过静脉给药，最常用的是琥珀胆碱。在动物意识清醒的情况下，神经肌肉阻滞剂可能会阻碍动物对疼痛的反应性运动，故常与全麻药物合用。由于兔和啮齿类对这类药物较较敏感，用后长时间不能恢复自主呼吸，需注意术后监护，而筒箭毒碱可促使组胺释放，犬对此十分敏感，用后常导致血压明显下降。

四、麻醉前的动物准备

（一）健康检查

麻醉可使具有内源性感染的动物发病率和病死率升高，如引起慢性呼吸系统疾病的急性发作。因此若研究无特定要求，应确保动物在麻醉前健康良好，无临床疾病和症状。在麻醉诱导实施前，可对动物进行大体外观和活动的观察，麻醉前数天监测动物的摄食量、饮水量和体重非常重要，可以提示外观检查无法发现的健康线索，同时为麻醉恢复期的监测提供对照。

（二）禁食

麻醉前禁食是为了保持胃的排空状态，预防麻醉时的呕吐和胃内容物反流，在反刍动物还可减轻瘤胃臌气和胃胀气，在小动物也有助于减轻肠胀气。犬、猫、灵长类和猪在麻醉前一般禁食8～12小时，兔和啮齿类动物在麻醉诱导中通常不会发生呕吐，故麻醉前通常无需禁食，但豚鼠会将食物留在咽部，从而可能在麻醉诱导时吐出，为此可禁食6～8小时。

禁食会造成动物营养和能量摄入不足，在代谢旺盛的小动物如啮齿类，较长时间的禁食可明显降低其体力，降低血糖水平，由于术后疼痛和手术应激以及麻醉恢复期的存在抑制了动物的摄食活动，如合并术前禁食，很可能造成严重的代谢紊乱，危害动物的健康与安全，也导致对实验结果的背景性干扰。此外，小鼠、大鼠等夜行性动物的采食多在夜间，白天几乎不进食，胃常处于排空状态，在此基础上禁食可能导致体力衰弱而产生严重的并发症。不过在进行胃肠道手术前，所有动物均应禁食。为了避免兔和啮齿类的食粪癖影响禁食效果，应采用单笼饲养并采用粪便可自行漏下的网底饲养笼，防止其吞食自己的粪便或相互吞食粪便。

禁食的同时应持续供水，直到麻醉前1小时撤除，由于麻醉和手术过程动物容易脱水，因此应注意水分的补充。

（三）驯化

应激状态可升高麻醉的风险，为降低麻醉的操作应激，应使动物尽早适应实验环境。急性实验中，动物应至少提前4天到位，以便消除运输应激引起的代谢和神经内分泌水平的改变，也便于进行摄食和生长的监测与评估。慢性实验中，动物一直生活于实验室内，因此无需进行额外的适应，但应注意保持日常饲育环境和实验环境的一致性，降低环境变化对动物的刺激。

犬、猫、猴等动物通常能够和人建立良好的合作关系，利用该特点进行适当驯化，可减少麻醉诱导和苏醒中过度紧张的状况，兔和啮齿类动物则可以通过定期接触如抚摸等使动物提高对实验操作的适应性，使麻醉诱导更安全和顺利。

五、实验动物麻醉监护

（一）麻醉深度判定

全身麻醉时，动物的中枢神经系统受到抑制，呼吸、循环和代谢等生理功能有不同程度改变，抑制过深时对动物生理状态干扰大甚至容易导致死亡，过浅则动物容易苏醒，麻醉深度监测是全身麻醉中的重要技术。临床上描述全麻深度，是以乙醚吸入产生的临床表现为依据，主要从呼吸、眼球、瞳孔、血压、肌肉紧张程度等变化来判断，见表3-1-14。

由于实验动物种属差异的存在，根据上述指标对实验动物麻醉分期较困难，且这些指标还会因手术中的刺激、血气变化、酸碱失衡、失血等因素受到干扰。为此，根据实验动物全麻由浅入深的特点将麻醉过程大致分为4期，见表3-1-15。

为便于实际应用，对全麻深度进一步细分，如表3-1-16所示。

（二）体位监护

使麻醉中的动物保持合适的体位，不仅要满足实验操作（如手术）的要求，也要避免干扰动物躯体系统的功能，特别应注意使头和颈部保持舒展，以免舌或者软腭阻塞喉部。捆扎保定动物四肢时，应避免牵拉力度过大导致四肢张力过高干扰呼吸运动，捆扎宜适度宽松，以免引起四肢组织损伤和水肿。用弹性绷带包扎腹部时需避免干扰横膈运动、阻碍腰背部及腹部内脏静脉回流。在使用了气管内插管的研究中，如需改变动物体位，特别应防止气管导管的脱落或扭结。

（三）呼吸监护

一些麻醉药物可能抑制动物的自主呼吸，一些实验操作如气管内插管或分离颈部神经、血管等可引起反射性呼吸抑制，因此必须进行呼吸监测以及时发现动物呼吸功能的异常改变。常用的呼吸功能监测指标及其意义如下：

呼吸频率：监测呼吸频率的变化，发现呼吸暂停。

潮气量：评价呼吸幅度。

每分钟通气量：评价呼吸幅度。

脉搏血氧饱和度：监测缺氧状况，及时发现低氧血症（可由呼吸抑制、气道阻塞或麻醉设备故障引起）。

潮气末二氧化碳浓度：反映肺泡内气体的二氧化碳浓度，浓度异常可由呼吸抑制或设备原因导致吸入新鲜空气不足引起。

血气分析：反映肺内气体交换状况。

机械通气是控制麻醉动物呼吸的重要手段，实现机械通气的设备即呼吸机，其原理是使气道内保持间歇正压从而控制动物肺部通气状况。潮气量和呼吸频率是机械通气的两个重要参数，选择呼吸机时最重要的依据是呼吸机最小潮气量适用于所研究的动物，使用时需选择合适的呼吸频率，通常略低于动物清醒状态下的静息呼吸频率。常见的实验动物机械通气潮气量一般设为10～15ml/kg，呼吸频率设置参见表3-1-17。

（四）体温监护

长时麻醉中，动物的体温控制机制受到抑制导致体温降低，可影响多项生理功能、降低动物术后存活率、延长麻醉后恢复时间，如低体温使挥发性麻醉剂效能相应增加而延长苏醒时间，是麻醉死亡的常见原因，小型实验动物因单位体重体表面积较大，丢失热量快，更容易出现体温过低现象，如小鼠麻醉后10～15分钟体温可降低10℃，此外，术前备皮时去除动物保暖的被毛、使用冷的消毒剂、术中内脏暴露、静脉注入冷的液体等均可使动物体温降低，故麻醉中需进行体温监护，实施适当保温和加温。

保温是指采取一定的措施减少动物热量丢失，如以棉毛织物、泡沫等隔热材料包裹动物，在大鼠和小鼠由于尾部是其主要散热器官，保温时应将尾部也包裹起来。加热是指采用一定措施升高动物体温以弥补麻醉和操作中的热量丢失，常用恒温加热毯或者加热灯，应控制加热幅度，防止温度过高，一般不能超过40℃，或使用具有温控功能的动物手术台。

实验中常通过监测动物直肠温度获取其深部体温，但当温度探头正好置于粪便中时会降低探头对体温的反应的灵敏度，为此可在食管内放置探头，为避免上呼吸道呼吸气体的冷却作用，应将探头放入食管较深处。测量体表温度也具有一定价值，由于健康的麻醉动物外周体温和中心体位间差值常在2～3℃，故差值增大提示外周动脉收缩，应查找可能原因并予以纠正。

（五）心血管系统监护

大多数麻醉药物对心血管系统有抑制作用，过量使用常引起心率和心肌收缩力下降，导致心力衰竭，此外还可能发生心律失常，高碳酸血症、低血容量也可引起心力衰竭，严重低体温（中心体温近25℃）可引发心脏停搏。常用心电图（ECG）监测心脏电生理活动，对于心率较快（超过250次/分）的小型实验动物，应使用专门的心电图仪以确保测量准确。电极放置位置在啮齿类为左、右前肢和右后肢，较大的动物可将电极粘贴于皮肤。血压的监测主要包括体循环动脉压和中心静脉压，根据实验条件选择有创或无创血压测量仪。

（六）体液循环监护

由于体液丢失而导致的低血容量是实验动物手术中液体失衡的主要问题。引起术中体液丢失的原因有失血、呼吸蒸发、内脏暴露挥发等，手术中的失血是逐渐发展的，难以精确估计血容量的减少，如血液渗入外科切口、体内腔隙、外科敷料等的丢失量都无法计算。低血容量是引起心力衰竭的首要原因，一个健康的清醒动物可耐受快速丢失循环血量的上限是10%，超过15%～20%即可能出现低血容量和失血性休克。麻醉中，许多维持心血管稳定的生理机制被抑制，因此低于这个范围的失血也可能产生严重后果。

当动物丢失血量超过循环血量20%～25%时应立即补充全血，所需血液可从同种动物身上取得，以减少输血反应，使用同一供体的血液比使用多个供体血液引起输血反应的危险性小，使用同品系啮齿类动物时更加安全，全血补充速度按每30～60分钟补充全血容量的10%。失血不严重或体液丢失较少时，可通过输入扩容剂或晶体盐溶液来纠正，晶体盐溶液输入量为估计失血量的3～5倍，因为这些晶体液进入体内后在细胞外液重新分布，而不像血液、血浆或代血浆那样长时间保留在循环系统内。常规以10ml/（kg·h）的量输入0.9%氯化钠溶液，小型动物静脉内输液有困难时，可采用腹腔内注入加热的0.1%氯化钠溶液补充术中失血，皮下注射0.18%氯化钠和4%右旋糖酐补充术中失水和预期术后缺水，补液量为10～15ml/kg，但这些方法由于吸收较慢而不能立即纠正心力衰竭。

（七）眼角膜保护

全身麻醉状态下动物的眼保护性反射通常都会消失，眼角膜因此易干燥或受到其他损伤，应用小块胶布将眼睑粘住使之闭合，或者使用油性眼膏。

六、过量麻醉的急救

实验或手术过程中，由于过量麻醉可导致一些可见的临床表现，应及时采取复苏和抢救。

（一）呼吸停止

可出现在麻醉的任何一期。如兴奋期，呼吸停止具有反射性质。在深度麻醉期，呼吸停止是由于延髓麻醉的结果，或由于麻醉剂中毒时组织中血养过少所致。

1.临床症状

呼吸停止的临床主要表现是胸廓呼吸运动停止，黏膜发绀，角膜反射消失或极低，瞳孔散大等。呼吸停止的初期，可见呼吸浅表、频数不等而且间歇。

2.治疗方法

必须立即停止供给麻醉药，先打开动物口腔，拉出舌头到口角外，应用5%CO ₂ 和60%O ₂ 的混合气体间歇性人工呼吸，同时注射温热葡萄糖溶液、呼吸兴奋剂、心脏急救药。

3.呼吸兴奋药

此类药物作用于中枢神经系统，对抗因麻醉过量引起的中枢性呼吸抑制，常用的有尼可刹米、戊四氮、贝美格等。

（1）尼可刹米：

又名可拉明，为人工合成品。 直接兴奋呼吸中枢，安全范围较大，适合于各种原因引起的中枢性呼吸衰竭。每次用量0.25～0.5g，静脉注射。大剂量使用可致血压升高、心悸、心律失常、肌颤等。

（2）戊四氮：

戊四氮为延髓兴奋药，能兴奋呼吸及血管运动中枢，对抗巴比妥类及氯丙嗪等药物过量所致的中枢性呼吸衰竭。每次用量0.1g静脉注射或心内注射。可以重复使用，但大剂量可导致惊厥。

（3）贝美格：

贝美格与戊四氮相似，作用较短，安全范围较戊四氮广。主要对抗巴比妥类和水合氯醛中毒。每次用量50mg，静脉缓慢注射。过量使用可引起肌肉抽搐和惊厥。

（二）心跳停止

在吸入麻醉时，麻醉初期出现的反射性心跳停止，通常是由于剂量过大的原因。还有一种情况，就是手术后麻醉剂所致的心脏急性变形，心力急剧衰竭所致。

1.临床症状

呼吸和脉搏突然消失，黏膜发绀。心跳停止的到来可能无预兆。

2.治疗方法

心跳停止应迅速采取心脏按压，即用掌心 （小动物用指心）在心脏区有节奏地敲击胸壁，其频率相当于该动物正常心脏收缩次数。同时，注射心脏抢救药。

3.心脏抢救药

（1）肾上腺素：

肾上腺素用于提高心肌应急性，增强心肌收缩力，加快心率，增加心脏排血量。用于心搏骤停急救，每次0.5～1mg，静脉注射，心内或气管内注射。肾上腺素也有一定的复跳作用，用于治疗窦性心动过缓、室颤等。氟烷麻醉中毒时禁用。

（2）碳酸氢钠：

碳酸氢钠是纠正急性代谢性酸中毒的主要药物。首次给药用5%碳酸氢钠按1～2ml/kg注射。对于心脏停搏的动物，可于首次注射肾上腺素以后立即静脉给药，因为酸中毒的心肌对儿茶酚胺反应不良。

七、麻醉复苏

麻醉复苏期的处理是麻醉技术自然而必要的延续，处理不当延迟动物的麻醉苏醒时间，将加剧和延长麻醉及手术导致的代谢紊乱，甚至可致动物死亡，为此需向实验要求存活的动物提供适当的复苏环境和护理。

（一）术后疼痛的干预

有效缓解动物术后疼痛是术后麻醉复苏期处理的重要内容。术后疼痛可明显影响动物水和食物的摄入，减少动物的活动，胸部和腹部疼痛还可导致通气功能下降而发生低氧血症和高碳酸血症，增加动物的痛苦并延长恢复时间。应对能够反映动物疼痛的生理变量进行监测和评估，并使用适当的镇痛药物干预。术后镇痛药常有非甾体类抗炎药和阿片类镇痛药（麻醉性镇痛药），有时也可应用局部麻醉药阻滞疼痛部位的感觉传导。

1.非甾体类抗炎药

主要有阿司匹林（aspirin）等。最大的不良反应是胃肠道功能的紊乱，特别是溃疡性出血、肾毒性及干扰血小板功能，但只在长时间应用后发生，术后2～3天内使用几乎无上述表现，但某些药物具有显著的胎儿致畸作用。阿司匹林糖衣片剂用于缓解轻度疼痛，对于骨骼肌痛最有效，而对内脏疼痛效果最差，对乙酰氨基酚（paracetamol）的片剂和混悬液宜广泛用于实验动物，但可引起猫中毒而禁用于猫。氟尼辛（flunixin）用于犬的术后镇痛效果甚佳，广泛用于大型动物如牛和马，其注射液和口服液均有应用。卡洛芬（carprofen）可有效缓解犬和大鼠的术后疼痛，对其他动物也有明显作用，口服和注射剂型均可。萘普生（naproxen）用于缓解犬的中度疼痛，常以片剂或混悬液口服给药。

2.阿片类止痛剂或麻醉性镇痛剂

阿片类制剂已广泛用于动物，用于缓解术后疼痛时对心血管系统的影响较小，但用于平衡麻醉时由于用量增大，可能发生心动过缓。吗啡等大剂量应用或快速静脉注射还可导致组胺释放引起外周血管舒张，引发严重低血压。阿片类药物用于麻醉前可诱发犬和灵长类动物的呕吐，但术后用药则较少发生。

吗啡在多数动物中作用持续2～4小时，容易成瘾；，芬太尼在多数动物中的作用时间小于30分钟，用于术后镇痛应采取持续注射给药；阿芬太尼比芬太尼起效快但作用时间更短，更多用于术中的即时镇痛；丁丙诺啡（buprenorphine）的作用时间较长，为6～12小时。

3.术后镇痛药的给药方式

反复注射镇痛药不仅增加护理的难度，且对动物尤其是小动物会带来额外痛苦，因此最理想的办法是口服。由于通过向饲料或饮水中投入镇痛药可能受到动物在术后摄食、饮水减少的限制，且饲料和饮水的药物化也会提高费用，可将药物掺入可食用明胶丸，在术前训练动物采食不含药的明胶丸，术后动物即能通过该方式主动服食镇痛药，并且明胶丸中含有较高的水分，能够有效防止动物术后脱水。

（二）复苏环境

用于麻醉动物复苏的环境应有柔和但充分的照明以便观察动物，需要配备高强度照明设备供必要时使用。室内保持温暖和安静，由于此时动物的体温调节处于抑制状态，应给予略高于日常饲养的温度，成年动物维持在27～36℃，苏醒后可降至25℃，幼年动物应维持在35～37℃，苏醒后仍应维持在35℃，可在室温（21～25℃）的基础上应用加热灯、电热垫等，并应继续对动物进行体温监测。

小动物一般可置于日常饲养的笼中，并放置在柔软、保温、不会黏附于动物天然孔腔和手术伤口的垫料上，但不能使用木屑、刨花等作为垫料，这些材料容易黏附在动物的眼、鼻、嘴和伤口上，也容易被吸入引起窒息；有些刨花虽不至于被吸入，但质地硬而粗糙。采用纸巾可以解决上述问题，但动物在苏醒过程中会把纸巾推到一边，最终直接躺在笼底面上，体表还可能被粪尿污染。一般采用毛巾、毯子或者合成的专用衬垫，以及不会黏附于伤口的碎纸。兔和豚鼠在复苏中应置于具有平坦底面的塑料盒或硬纸盒中，而不能放在金属网底或栅条底的笼内。

（三）复苏期间常见状况的处理

1.呕吐和反流的处理

麻醉期间吞咽反射和咳嗽反射都受到抑制，在复苏期间逐渐恢复。对气管内插管的动物，在出现自主吞咽或咳嗽时可以拔去插管。

呕吐和胃内容物反流常发生于麻醉的诱导期或苏醒期，动物一旦吸入胃内容物可引起呼吸道梗阻、窒息甚至死亡，是一个潜在的严重问题。一旦发生呕吐，则应立即将动物头部置于低位，用吸引装置吸出口腔和喉部的呕吐物，可采用大口径导管和50ml空注射器制作简易的吸引器。如动物吸入呕吐物发生呼吸窘迫，则应立即输氧并进行通气，给予广谱抗生素，静脉注射皮质醇等。

2.呼吸抑制的处理

麻醉引起的呼吸抑制常持续到术后，抑制程度可能还有所加重但不易被察觉，直至发生严重的高碳酸血症和低氧血症，因此宜持续监测动物的呼吸功能，主要是脉搏氧饱和度。如存在明显呼吸抑制，可使用呼吸兴奋剂并进行吸氧治疗，对于放在孵箱中复苏的小动物，可向孵箱内持续供氧，而大动物可用普通吸氧导管固定于鼻前。

3.脱水的处理

术后液体摄入量减少导致脱水，将严重影响动物苏醒，多数动物24小时的液体需要量为40～80ml/kg，呕吐、腹泻或非正常体液丢失会增加该需要量。麻醉复苏期间应监测动物摄水量以预测脱水程度，严重脱水时皮肤弹性丧失，大动物可见黏膜干燥。此外，脱水也常反映于术后动物体重下降，通过术前和术后动物体重的变化可以为术后补液量提供较好的线索。动物意识完全恢复时可通过口服补充液体，这也是最理想的补液方式，如无法执行，可通过皮下注射或腹腔注射的方式补充（表3-1-18）。

4.排泄问题的处理

尿量减少可能是由脱水、尿道损伤或疼痛引起，如果膀胱充盈而动物不排尿，应进行导尿。动物不排便首先应考虑术前禁食的原因，其次可能是疼痛抑制了排便反应，特别是腹部手术后疼痛和抑制肠蠕动，也可能是麻痹性肠梗阻，必要时应进行灌肠帮助动物排便。

5.感染控制

采用无菌技术可最大限度地降低术后动物感染风险，加之有些动物对伤口感染抵抗力强，术后往往不再应用抗生素预防感染，但动物的伤口几乎不可避免地被粪尿污染，因此预防性地使用抗生素可在一定程度上减少感染概率，但需注意抗生素对一些实验动物有特殊的毒性。 dWqJqPiuFyAEONFUjbpsj6tGT0IrhMZonEcvpw/GCEJ7yVfzKAGclO2/DftgghIe