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用于诱发心律失常模型的化学药物有氯仿、肾上腺素、强心苷类（常用毒毛花苷）、乌头碱、氯化钡、氯化钙、乙酰胆碱等，其中以乌头碱和毒毛花苷最常用。
乌头碱使心肌细胞钠通道开放，加速钠内流，促使细胞膜去极化，诱发异位节律点，缩短心肌不应期而导致心律失常。
大鼠、家兔或犬整体动物或离体心脏心律失常模型。麻醉下，手术台固定，连接标准Ⅱ导联，不同途径给予乌头碱造成整体动物心律失常，也可用含乌头碱的灌流液灌注造成离体心脏心律失常。
（1）连续恒速静注给药法：
常用大鼠，用蠕动泵恒速舌下静脉注射，给予4～5μg/kg乌头碱溶液0.1ml/min，比较对照组与给药组出现不同心律失常的时间，室性期前收缩、室性心动过速、室性纤颤和心跳停止时的乌头碱用量。
（2）一次性快速静注给药法：
给药量一般兔100～150μg/kg，大鼠30～50μg/kg。该方法可因注射给药的速度不同，导致心律失常的形成速度及持续时间也不尽相同。慢速注射（1～5分钟注完）诱发的心律失常约持续90～120分钟；快速注射（3～5秒注完），诱发的心律失常约持续45～80分钟，我们用大鼠21μg/kg快速静注（5秒注完），诱发的心律失常约持续20～40分钟。比较对照组与给药组心律失常的出现时间和持续时间。
（3）心脏局部给药法：
左侧第四肋间开胸，暴露心脏，剪开心包，将蘸有乌头碱溶液的滤纸或棉球贴于心脏的不同部位，可引起房性或室性心律失常。
（4）离体心脏灌流法：
采用离体心脏Langendorff灌流或离体工作心脏灌流方法，灌流液中加入乌头碱溶液，可制备离体心脏心律失常模型。
采用该模型时，已知抗心律失常阳性药可选用奎尼丁与普萘洛尔等。乌头碱配制方法：先用0.1mol/L HCl溶解，加生理盐水稀释，1mol/L NaOH调至pH 6，加生理盐水至足量，冰箱保存3天内有效。
毒毛花苷等强心苷直接抑制Na + 、K + -ATP酶，减少K + 向细胞内的主动转运，导致心肌细胞内失钾，同时由于使Na + -Ca 2+ 交换增加，使大量Ca 2+ 进入心肌细胞，使心肌组织的静息电位和最大舒张电位减小（负值变小），而引起心肌自律性增高，传导减慢；并可使蒲氏纤维与心室肌接合部位产生单向传导阻滞，而引起折返。
豚鼠或犬心律失常模型。动物在麻醉下，手术台固定，连接标准Ⅱ导联，静脉注射给予毒毛花苷造成整体动物心律失常。
（1）连续恒速静注给药法：
常用豚鼠，用蠕动泵恒速前肢皮下静脉给药，以观察诱发出现各种类型心律失常时毒毛花苷的剂量。
（2）多次静注给药法：
常用犬等大型动物，第一次由股静脉注入40μg/kg毒毛花苷，心电示波器观察心律的变化，如不出现心律失常，30分钟后再补充注入20μg/kg，以后每隔15分钟补充注入10μg/kg，直至产生持续性室性心律失常为止，待室性心动过速出现约10分钟后，可由股静脉注入研究药物，观察能否对抗心律失常。
本实验动物不能用大鼠，因为大鼠对毒毛花苷不敏感。实验动物除豚鼠外还可用兔、猫、犬等。采用该模型时，已知抗心律失常药可选用β受体拮抗剂普萘洛尔、吲哚洛尔等。
卵白蛋白多次致敏后激发可引起机体过敏反应，导致抗原抗体反应或免疫细胞活化，激活补体，释放组胺、5-羟色胺、慢反应物质、缓激肽等介质，上述介质或活化的免疫细胞作用于心脏，可造成心律失常 [9] 。过敏性心律失常的发生主要与组胺的释放有关。组胺可经H 1 受体引起冠状动脉痉挛，致缺血性心律失常；并减慢房室结传导；经H 1 和H 2 受体增加窦房结、心房和心室自律性，增加心室纤颤的发生。
常用豚鼠腹腔和皮下注射给药多次致敏后，于实验前再次给药激发以观察心律失常的发生率等。豚鼠腹腔注射5%卵白蛋白0.1g/kg，同时皮下多点注射同量卵白蛋白，1次/天。隔日注射，共三次，第21天股静脉注射1%卵白蛋白0.5ml/kg激发，即可制备过敏性心律失常模型 [10] 。
组胺是心性变态反应中引起心律失常最重要的介质之一，其严重程度随过敏时组胺释放量的增多而增加，因此，实验时可检测组织或血清中组胺的含量。
电刺激心脏诱发心律失常在不损伤心肌情况下，适度电刺激易造成折返激动。可根据电刺激的参数及持续时间，作精确的定量计算。因刺激电极安装位置不同，可诱发房性或室性心律失常。根据刺激强度不同，可引起期前收缩、心动过速、扑动或纤颤。
麻醉动物开胸后，用一对电极固定于心房，两电极相距2～3mm，另一端连接方波刺激器，用低强度高频率直流电刺激，改变电压强度，以出现心房颤动电压或心房颤动持续时间为指标；也可以正负电极分别夹住左室心尖部和左室底部心外膜上，相距约1cm，电刺激64Hz，宽10ms，从4V开始，每次30秒钟，每隔2分钟刺激1次，每次递增2V，以产生室颤的阈电压（致颤阈）为指标，比较给药前后致颤阈的变化。刺激方法有单一刺激、连续刺激、连续增加频率的电刺激和持续直流电刺激等。
电刺激心脏诱发心律失常是一经典方法，有很多优点如适度电刺激完全是可逆性的，不损伤心肌细胞，比其他方法更接近自然的异位冲动；实验结果可根据电刺激的参数及持续时间，作精确的定量计算；按刺激电极所放置位置的不同，可诱发房性或室性心律失常。常用的动物有犬、猫和兔等，可在在体心脏进行，也可在离体心脏或其组织上进行。
中枢性神经诱发心律失常与自主神经功能紊乱或亢进有关。主要用于中枢性抗心律失常药物的研究。
（1）电刺激丘脑致心律失常：
兔（或猫）麻醉后，人工呼吸下固定于脑立体定位仪上，按照Sawyer氏兔脑定位图谱，将不锈钢双电极插入下丘脑，给予电刺激，静脉注射给药，观察药物对抗电刺激引起室性期前收缩作用。
（2）电刺激兔脑杏仁内侧核致心律失常：
按电刺激兔丘脑致心律失常同样方法固定兔脑，将双电极插入脑杏仁内侧核，取直径0.5mm不锈钢埋在左侧脑室，从脑室给药（也可静脉给药）观察药物对抗电刺激引起室性期前收缩作用。
按刺激电极所放置位置的不同，可诱发房性或室性心律失常；随刺激强度的不同可引起期前收缩、心动过速、扑动或纤颤，可连续进行实验2～4小时。
冠状动脉前降支（LAD）结扎造成心肌缺血梗死诱发心律失常是由于传导障碍而产生单向传导阻滞和兴奋折返的结果，该模型与临床急性心肌梗死病人产生的心律失常很相似，对研究抗心律失常药在临床防治心肌梗死所致的心律失常极有价值。其中冠状动脉结扎再灌注（心肌缺血再灌注）致心律失常模型较常用，复灌性心律失常的发生机制是多个因素共同作用的结果，主要与心肌细胞电生理改变，α-肾上腺受体增加，自由基损伤，钙超负荷及钙反常现象等有关，可诱发室性期前收缩和室性心动过速，也可发生室颤，心肌缺血再灌注损伤表现为灌注心律失常、心肌顿抑、结扎损害和心肌内出血等，是临床上冠状动脉血栓消除、血管成形术、搭桥术后及冠状动脉痉挛解除后的严重表现。缺血再灌注心律失常可于在体和离体动物上结扎冠状动脉一定时间后，松夹复灌诱发。
动物麻醉后背位固定于保温手术台上，作气管插管，接人工呼吸机，调节适当的通气量及潮气量，于左前胸4～5肋间开胸，于肺动脉圆锥左缘，左心耳下沿用缝合线缝于冠状动脉左前降支下，将一侧成槽状的聚乙烯管置于前降支上与之一起结扎，阻断血流一段时间后沿聚乙烯管侧槽剪断结扎线，使前降支复灌，记录给药前后及复灌前后ECG。也可用动物的离体心脏制备缺血再灌注损伤模型。
大鼠、猫、犬、猪、狒狒等易发生缺血性心律失常，而豚鼠、兔不易发生。各组动物均于结扎即刻或几分钟后出现ST段抬高或降低，有的伴T波抬高或降低，表示结扎手术成功。要特别注意冠脉结扎后6～15分钟内和再灌注即刻至3分钟内ECG的变化，可以观察到二、三联律等心律失常情况（图2-4-4）。大鼠冠脉侧肢循环少，容易复制出稳定缺血再灌注损伤模型，成功率高。
图2-4-4 冠状动脉结扎诱发的心律失常图形
说明：红箭头所指：上图二联律，下图为三联律
心肌细胞离子流易受内、外环境因素的影响，导致心肌电生理特性发生变化。体外孵育的心肌组织，通过电刺激或试剂溶液灌流的方法，可引起该组织自律性、传导性、兴奋性的异常改变。该方法通过测定药物对心肌自律性、兴奋性、功能不应期等指标的影响，可从组织水平评价药物对心律失常的保护作用及作用机制 [11] 。
（1）心肌自律性研究方法：
取豚鼠（或兔、猫）的离体乳头肌，或大鼠（或豚鼠、兔、猫）心房或心室肌，悬挂于通氧、恒温营养液浴槽中，通过换能器连于记录仪。
1）去甲肾上腺素（或肾上腺素、异丙肾上腺素）诱发离体大鼠右心室自律性：取离体大鼠右心室肌条，用10 -7 mol/L去甲肾上腺素加入浴槽中诱发右心室肌自律性收缩。以累积法加入受试药，使收缩频率降低至完全停止。以给药前频率为100%，计算给药后的降低百分率，并求出抑制50%的用药量（ID 50 ）。实验也可向浴槽内以等比级数累加去甲肾上腺素浓度，计算给药前去甲肾上腺素诱发自律性的阈浓度，给药后受试药降低去甲肾上腺素诱发自律性的阈浓度。
2）离体大鼠右心房自律性：取离体大鼠右心房置于通氧、32℃恒温洛氏液浴槽中，待心房恢复节律性收缩后，描记一段正常曲线后，加入受试药，计算受试物对右心房活动频率和收缩幅度的影响。
（2）心肌兴奋性研究方法：
实验用离体兔（或大鼠、豚鼠）左心房或乳头肌。取离体心肌置于通氧、37℃恒温台氏液浴槽中，用不同波宽的电流刺激以诱发心肌条收缩，求出其阈电压。并以波宽为横坐标（ms）、强度（V）为纵坐标，绘出强度-时间曲线作为兴奋性指标。给药前后，分别求出刺激波宽为1、3、5、7、和10ms时各点诱发心肌收缩的最小电压，绘制强度-时间曲线，观察受试药对强度-时间曲线的影响。如曲线右移，表示兴奋性降低，左移表示兴奋性升高。
（3）心肌不应期研究方法：
实验用兔（或猫、豚鼠）的离体左房或乳头肌。目前常用成对刺激法探讨药物是否对心肌不应期有影响。心肌连续给予2ms、1Hz、5倍阈电压的两个方波刺激，然后逐渐将两个电刺激的时间间隔延长，直至第二个刺激能产生收缩反应，表明第二个刺激落在第一个刺激产生收缩的绝对不应期之外，此时两个刺激之间的间距即为心肌的功能不应期（ERP）。加入受试药后，同法测定，比较给药前后心肌ERP的间隔，来评价受试药对心肌不应期是否有影响。
①取出心脏应立即放在低温充氧的洛氏液中操作，取心肌组织时动作应轻柔、迅速，避免损伤相应的心肌组织。②实验前必须做心肌稳定性试验，即用台氏液累积加入浴槽中，观察心肌基本特性变化不明显，至少应稳定90分钟，正式实验应在稳定时间内完成。③营养液配制时，CaCl 2 应少量缓缓加入，并搅拌均匀，避免出现钙盐沉淀。④去甲肾上腺素和肾上腺素性质不稳定，见光易分解，应现配现用。
心脏的电活动可用电生理学方法检测，心脏电生理研究常采用电极导管引入心脏的某一特定位置，记录该部位心肌的电学活性。采用不同的引导电极可记录心肌细胞群或细胞膜电位的活动变化。接触电极可记录心内膜或心外膜的单向动作电位（MAP），它反映的是探查电极下心肌细胞群的局部电活动；玻璃微电极记录的是单个细胞的跨膜动作电位（TMP）；MAP与TMP一样，具有同样的形态和间期，且均能准确代表动作电位全部复极时程。此外，膜片钳技术实质上是电压钳制术的一种，在实现对一小片细胞膜电压钳制的同时，可记录出膜电流的变化，常用于研究膜片上几个甚至一个离子通道的电流，以反映细胞膜上离子通道活动的技术。该方法通过测定药物对心肌细胞群或细胞膜电位变化的影响，可从细胞水平评价药物抗心律失常的作用机制。
（1）单向动作电位技术：
实验用豚鼠（或猫、犬）在体或离体心脏。动物开胸后将接触电极以一定的压力接触左心室的心尖部，调整压力直至引导出稳定的MAP。给予致心律失常的造模药激发，观察激发前后MAP的变化。并将模型组与受试药组进行比较，计算心脏触发活动（如早后除极EAD、迟后除极DAD等）及心律失常的发生率 [12] 。
（2）玻璃微电极技术：
实验用豚鼠（或猫、犬）等温血动物研究受试药对心肌细胞动作电位的作用，豚鼠研究对离体乳头肌动作电位的作用。该方法的基本操作如下：制备玻璃微电极、微电极灌注电解液、微电极阻抗的测量、仪器准备、标本制作、安装微电极、微电极放大器的调节与高频补偿、推进微电极记录动作电位。计算动作电位振幅、0相最大上升速率（V max ）、复极50%和90%的间期（APD 50 、APD 90 ）、触发活动（EAD、DAD）的发生率等指标。给予致触发活动的造模药激发，观察激发前后ADP的变化，并将模型组与受试药组进行比较，探讨受试药对心肌细胞或乳头肌动作电位及触发活动的影响。
（3）膜片钳技术：
实验用新生大鼠原代培养心肌细胞。其操作基本同玻璃微电极技术，记录离子通道电流变化时，在倒置相差显微镜下，通过微操纵仪将记录电极轻轻压向细胞表面，并通过示波器监测电极电阻的变化。当记录电极一接触至细胞膜表面时，可观察到示波器上显示的封接测试脉冲所代表的电流值下降。然后再使电极稍稍下降，并迅速通过记录电极内部施加10～30cmH 2 O负压，使电极和细胞膜表面形成紧密封接，通常在2～5GΩ左右。在此基础上继续施加负压或用1.5V 5～20ms的短时脉冲击破细胞膜，即形成全细胞记录，其特征是在示波器上观察到来自整个细胞膜的跨膜电容电流。把细胞钳制从极化状态去极化到不同水平时，可检测到Na + 、K + 、Ca 2+ 等各种离子流的变化，如电压激活Na + 通道电流（I Na ）、瞬时外向 K + 通道电流（I A ）、延迟整流 K + 通道电流（I k ）和电压激活 Ca 2+ 通道电流（I Ca ）等。心肌细胞换用含受试药的培养液孵育后，记录各电压门控离子通道电流的变化，观察受试药对心肌细胞各离子通道电流的影响。
①大鼠心肌的动作电位平台期不明显，所以一般不用大鼠测量动作电位实验。细胞实验一般用新生大鼠原代培养的心肌细胞。近年来，有用人类诱导型多能干细胞（iPSCs，患者的体细胞诱导分化生成）进行诱导培养生成心肌细胞，作为心律失常研究体外模型的新方法 [13] 。②严格按照生理学实验要求，在标本处理、生理溶液配制、温度与pH控制、电极制作、信号采集与处理等方面应规范操作。③电生理实验对仪器设备要求很高，仪器在连接正确的前提下，应有可靠的地线，尽可能降低整个系统的噪音水平。