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建立适当的动物模型，为该病的发病机制和病理生理改变提供重要的资料，对推进临床诊断和各种治疗方法的进步，促进新药的开发有重要意义。目前心肌缺血的动物模型，有的是根据发病致病因素，有的是根据发病机制建立动物模型，现在开始注意研究动物病证结合模型。心肌缺血动物模型方法很多，其造模的结果是模拟心肌缺血缺氧，观察药物的防治作用。
动物模型实验方法分：整体动物心脏实验方法，离体心脏灌流方法，细胞培养方法。整体动物分急性心脏缺血、慢性心肌缺血。有的方法既是急性方法，也可用于慢性实验方法。下面介绍主要常用的动物模型。
通过阻断如结扎、电刺激、气囊法、血管内异物法及注入凝血酶或ADP法等，减少或停止供应区的血流，形成心肌缺血、缺氧，以至发生心肌坏死，建立动物模型。
心肌经一定时间缺血（缺氧）后，突然恢复血（氧）供，会造成更严重损伤，即 “心肌缺血再灌注损伤”。其形成原因可能与钙离子超载、自由基损伤、中性粒细胞黏附浸润等有关。心肌缺血再灌注损伤模型既可用于整体动物，又能用于离体灌流心脏和体外培养心肌细胞。
大鼠、犬或小型猪心肌缺血及心肌梗死模型。麻醉下，手术台固定，分离气管并插管，连接电动呼吸机，左侧第四肋间开胸，暴露心脏，剪开心包；分离冠状动脉左前降支中段而结扎或其他方法阻断血流。可用以下几种方法阻断冠状动脉，形成心肌缺血。在结扎或其他方法阻断血后又解除结扎，重新获得血流即缺血再灌模型。
（1）冠状动脉结扎法：
这是一种最常用的方法。该方法可以造成心肌局部缺血甚至心肌坏死，复制出与临床上心肌梗死相似的动物模型。在冠脉分离处穿一丝线以备结扎，一般多用于急性心肌缺血实验。将麻醉好的动物做气管插管连接呼吸机，依据动物的解剖学结构实施肋间开胸手术，暴露心脏，将冠状动脉左前降支（LAD）置于视线下，分离或者直接穿线结扎前降支，以造成结扎部位以下部分心肌缺血性梗死。以心电图ST段明显上抬，结扎线以下心肌颜色变暗为结扎成功标志。在结扎LAD时宜选择好适宜的结扎部位，例如大鼠选择在左心耳与肺动脉圆锥之间，平左心耳下缘的冠状动脉左前降支近段；兔宜低位结扎其LAD和左冠状动脉旋支（LCX），这种方法可以降低手术死亡率，而且梗死面积较大；结扎冠状动脉第一和第二分支之间是制作犬急性心肌缺血模型比较理想的方法；小型猪结扎部位为冠状动脉左前降支中远1/3处。
结扎冠状动脉复制急性心肌缺血模型手术创伤较大，死亡率较高，尤其是大动物。为了降低造模时的死亡率，增加造模后的成功率，目前较多采用两步结扎法，第一步不完全阻断血流预结扎，起到缺血预适应的目的，另外还可在术中滴注硝酸甘油或在分离血管前推注利多卡因预防，手术过程中提前观察有无心律失常，如果有异常，立即进行抢救，成功后进行正式的第二步结扎，这种方法成功率比较高。
这种结扎冠状动脉急性模型，如在无菌下操作，关闭胸腔缝合皮肤，术后用抗菌素防止感染，就可以作为慢性模型。
（2）冠脉夹闭法：
这种方法原理类似于冠脉结扎法，只是在结扎的时候用的是无创动脉夹钳阻断冠脉血流，造成局部心肌缺血，操作简单方便。这种方法在分离冠状动脉时，仅需在冠状动脉两侧分离，分离深度仅深过冠状动脉少许，不需将这段冠状动脉完全分离，因此较结扎法损伤小，而且易于再灌实验操作。但这种分离冠状血管才能用脉夹钳夹闭，比结扎法更麻烦，分离易致损伤而出血。
（3）冠状动脉血栓阻塞法：
用于研究血栓阻塞性冠状动脉，适合抗血栓药功效研究。分两种血栓法：
1）电刺激冠状动脉血栓形成法：
开胸暴露冠状动脉，通过对冠状动脉直流电电刺激形成血栓。动物一般用小型猪或犬，麻醉下，气管插管呼吸机。实验全过程恒定滴入0.9%氯化钠注射液，其中加入适量盐酸利多卡因注射液防室颤。左侧第四肋间开胸，分离冠状动脉左前降支末端分枝根部，将弧型针状电极（刺激电极）置于冠脉下，另一电极（参考电极）距刺激电极0.6mm处置于心外膜下，两电极经隔离器分别连接电刺激仪；放置20个标测点心外膜电极于心室表面。待各项指标稳定后，以恒流、恒压电刺激冠脉30分钟，动态监测心外膜电图。冠脉血栓形成心外膜电图S-T段立即显著抬高，15分钟后记录心外膜电图，以此作为给药前对照值，经耳缘静脉给予实验药物。药后15、30、45、60、90、120分钟记录心外膜电图，以S-T段升高大于2mv为判断标准，计算心肌缺血程度（S-T段升高总mv数∑-ST）及心肌缺血范围（S-T段升高总点数N-ST）。颈外静脉取血，取正常、药前、药后 15、30、60、120、180分钟等七个时间点，测定各项血液及生化指标。实验结束后，立即取下心脏，生理盐水冲洗，称量全心重，将冠状动脉电刺激段剥离，10%福尔马林固定。在冠脉刺激段以下，平行于冠状沟均匀地将心室部分横断切成5片，置于硝基四氮唑蓝（N-BT）染液中，常温染色15分钟。多媒体彩色病理图像分析系统测量每片心肌双侧的梗死区（N-BT非染色区）与非梗死（N-BT染色区），计算每片心肌的面积，计算梗死区占心室及占心脏的百分比，冠脉血管病理学改变，测定有关生化指标。这个实验也是模拟血栓阻塞冠状动脉方法，可用于溶栓药试验。但由于难以识别血栓大小，注意严格控制刺激强度、时间及电极接触面积大小。
2）冠脉介入自体血栓法制备中国实验小型猪心肌缺血模型 [5] ：
本模型采用介入技术，经颈总动脉置入导管，导丝进入左冠状动脉前降支中部，注入自体血栓的方法制备心肌缺血模型。麻醉下，分离右侧颈总动脉，结扎远心端，置入6F动脉鞘管，从动脉鞘的侧管注入肝素200U/kg。在C型臂X光机透视下，以6F35L右冠大腔指引导管置于左冠状动脉开口行左冠状动脉造影，观察冠状动脉的分布情况，造影后置入交换导丝，将导丝置入冠状动脉LAD中部，交换5F小弯导引导管，经导丝进入LAD中部，取出导丝后经导管注入0.5ml血栓（0.5ml全血加0.15ml凝血酶100U形成的血栓），再次造影观察LAD堵塞情况，撤除导管，结扎颈总动脉，伤口清创，局部给予150万U青霉素，无菌缝合，单笼喂养观察，术中连续心电监护。口服或静脉给予受试药物。观察体表心电图，心肌缺血程度（∑-ST）、无创血流动力学等，术后观察心肌缺血范围（N-ST）；心肌梗死范围（N-BT染色法测定）：心肌梗死区/心脏的百分比、心肌梗死区/心室的百分比；心肌和血管病理组织形态学观察。本方法用小型猪或犬，不开胸是其优点。
（4）冠状动脉气囊压迫法：
球囊堵塞法是通过导管进入冠状血管内，通过扩张而加压后的球囊直接阻断冠状血流持续一段时间后造成堵塞血管远端供血区的心肌坏死。利用冠脉造影检测造模情况结果成功建立小型猪急性心肌梗死模型。介入球囊堵塞法简便易行，创伤小，对实验动物后期恢复非常有利，而且根据研究的需要也方便进行缺血/再灌注研究，当压力去除时，小囊恢复原状，冠状动脉重新通畅，适用于急性和慢性心肌缺血或再灌实验。这种方法不开胸，更另操作，但注意操作可造成实验误差比较大。
（5）Ameroid缩窄环法：
为了形成慢性冠状动脉闭塞、心肌缺血或观察冠状动脉侧支循环的变化，犬或猪在麻醉下开胸，将一具有吸水性的塑料环（Ameroid环）套在冠状动脉左旋支根部，关闭胸腔后，Ameroid缩窄环（美国产）是一种内径为2.0～2.5mm的双层环，外层为金属、塑料或其他材料，限制环的外展，内层为酪蛋白，吸水后会膨胀。由于塑料环吸收组织水分膨胀，由于外层不能变形，酪蛋白膨胀后只能向内挤压，逐渐缩窄血管内径。结果压迫冠状动脉，形成心肌缺血，环植入4～6周，平均为26天±4天，血管内径可缩小80%～90%。缺血区仅有少数坏死心肌。Ameroid缩窄环多数套于冠状动脉左回旋支（LCX），少数为前降支（LAD）以逐渐闭塞该血管。这一模型较为接近临床上常见的冠心病患者的慢性心肌缺血。
（6）冠脉内膜损伤法：
通过导管进入冠状动脉，利用加压后的球囊机械拉伤血管内膜，从而导致冠状动脉内弹力膜破裂平滑肌细胞移行增殖，最终导致血管壁逐渐狭窄而出现与临床症状相似的慢性心肌缺血模型。此方法不必开胸手术。此技术的主要缺点是狭窄或闭塞的程度不易控制。常常结合高脂饮食法共同造成慢性心肌缺血模型。
①大鼠、犬和小型猪是建立心肌缺血模型最常用的动物。大鼠易得。犬和小型猪体积大小适中、性情温顺、易于训练、其心脏解剖及生理特点与人相似。兔的冠状动脉分支变异较大，不适合作冠脉结扎实验。②其影响因素有：动物冠状动脉分支及侧支循环有个体差异，对分支及侧支变异大的、不合标准的应剔除不用，各组动物模型心肌缺血程度和范围应接近；正式实验之前应熟练掌握动物开胸手术和冠状动脉分离手术，尽量减少出血，做心包床时，心脏不应移位而影响心脏的正常舒缩功能；实验时应严格控制心外膜电极的位置、压力，心脏表面的温度、湿度及位置；心外膜电极放置的位置，或反复测定的位置应准确固定，不应移位。电极对心脏表面不可压力过大，心脏表面的温度及湿度应稳定，其变化不应超过0.5℃，不可干燥，否则将影响实验的准确性。③实验可注射给药，口服中药应消化道给药，消化道给药又可灌胃给药或十二指肠给药，灌胃给药时，注意动物提前8～12小时禁食。④在进行本项实验时一定要严格控制实验条件，排除干扰因素，确保实验结果的可靠性，必要时应同步监测相关酶、血氧、pH等。
冠状动脉痉挛是导致心肌急性缺血的主要原因之一，可致心绞痛、心肌梗死和猝死。实验在整体动物进行，通过药物诱发冠脉痉挛。脑垂体后叶素能收缩全身（特别是内脏）小血管，其作用是非特异性的。心脏冠状动脉发生痉挛性收缩，造成急性心肌供血不足及外周阻力增加，导致心脏负荷加重，心电图可见到心肌缺血的典型变化。心电图的变化可分二期：第一期：注射后5～20秒，T波显著高耸，S-T段抬高，甚至可出现单向曲线。第二期：注射后30秒至数分钟，T波降低、平坦、双相或倒置，S-T段无明显改变，有时伴有心律不齐，心率减慢，P-R间期及Q-T间期延长，持续数分钟或十几分钟。其中以S-T段降低，T波改变最为突出。
（1）大鼠：
取体重200～250g左右健康大鼠，腹腔注射乌拉坦麻醉，仰卧固定，将针状电极插入四肢及胸前心尖搏动处皮下，调节心电图灵敏度至1mV=15mm，纸速为50mm/秒，可同时连接心电示波器连续观察心电图变化，记录胸前导联或Ⅱ导联心电图。实验前如有心电图或心律失常等异常变化，则弃去不用。根据所试药物特点选择适当给药途径和间隔时间。静脉给药后1～5分钟，腹腔注射后15～30分钟，灌胃后1～2小时，经舌下静脉或尾静脉注射脑垂体后叶素0.5（或0.7）U/kg，注射5（或10）秒。注射后即刻、5、10、15及30秒、1分钟、2分钟及5分钟，一直记录至注射后10分钟-观察心率、S-T段、T波的变化。正常大鼠注射脑垂体后叶素后心电图变化可分两期：注射后即刻至30秒，T波升高，ST段抬高（超过0.1mV），尤以10秒左右变化最为明显。注射后30秒至数分钟，T波低平，双相、倒置，心率变慢，P-R及Q-T间期延长。判定标准：以出现第一期或第二期缺血性变化为阳性，否则为阴性，比较各组的差异，并做统计学处理。
（2）家兔：
取体重2～2.5kg家兔，乌拉坦麻醉，仰卧固定，用针状电极记录标Ⅱ心电图。然后由耳缘静脉注入垂体后叶素2U/kg体重，容积为0.2～0.3ml/kg体重。30s注射完毕（垂体后叶素为10U/ml）。注射后，于1分钟、2分钟、5分钟、10分钟、15分钟、20分钟、25分钟、30分钟时，分别记录上述导联心电图变化，特别注意观察心率、S-T段、T波的变化。
（3）犬：
现有遥测系统观察清醒犬垂体后叶素急性心肌缺血方法。比格犬（10±2）kg。遥测生理信号采集系统（Dataquest ART 4.0 system，美国 Data Sciences International公司产品，包括金版数据采集处理软件、数据转换器、接收器、D70-PCTP植入子等，简称DSI系统），电脑全能呼吸机。犬注射3%戊巴比妥钠30mg/kg，麻醉后仰位固定，接人工呼吸机。胸腹部手术区备皮肤消毒，自胸剑突而下沿腹正中线作一长度为5～7cm的切口，开胸器撑开腹部以暴露膈肌。于膈肌心尖部作一纵向切口，撕裂心包膜暴露心脏，用带线缝合针在左心尖作一直径约6mm荷包，在荷包内作一切口，将植入子压力导管沿切口插入左心室后结扎、固定。缝合膈肌，排除胸腔内积气，将植入子固定于右腹壁肌内侧，生物电测定电极导线从左腹壁肌穿孔引出体外后，缝合腹壁肌。用牵引器经皮下将正极导线引至并固定于胸左侧最后肋骨处、负极导引至并固定于胸右侧胸腔入口处皮下，缝合切口。手术过程中开启植入子，DSI系统实时监测。整个手术无菌操作，术后抗感染处理，恢复10～15天后，即可进行实验。小隐静脉iv 1U/ml垂体后叶素4ml（0.4U/kg，30秒注射完），立即连续采集30分钟内的生理信号。比较模型组与给药组给予垂体后叶素后不同时间各指标的差异，以观察急性心肌缺血犬心功能的影响。
图2-1-3 遥测系统观察对犬垂体后叶素急性心肌缺血心
（注射后即刻T波升高，ST段抬高）
对左心室血统动力学影响：左室压最大上升速率（d p /d t max ）的影响：模型组静脉给予垂体后叶素后即刻至30分钟内，d p /d t max 均低于给药前，表明垂体后叶素致急性心肌缺血后可引起左室收缩性能降低。
实验在无菌下操作，手术后连续3～5天内每天注射青霉素防止感染。无线遥测的探头易于损坏，使用后应注意干燥保管。
异丙肾上腺素为β受体激动剂，加快心率，增加心肌收缩力，增加心肌耗氧量，连续应用可形成心肌损伤，可用心电图和病理方法观测病变程度。异丙肾上腺素诱发心肌缺血模型适用于调节心肌代谢、氧供需平衡及作用于受体药物的研究。
大鼠、小鼠、豚鼠、家兔、猫或犬。经心电图检查，弃去心电图有异常改变或心律失常者。大鼠、豚鼠和犬每日注射异丙肾上腺素2～8mg/kg，家兔10～16mg/kg，连续2日，第一次和第二次给异丙肾上腺素后30分钟内每隔5分钟记录心电图，第二次给药后24小时记录心电图后杀死动物，取心脏做病理切片检查。家兔也可采用静脉持续给药或腹腔给药造模。静脉持续给药：以异丙基肾上腺素加入500ml（针剂，每支1mg/2ml）生理盐水中，4小时内由耳静脉匀速滴入，分为1mg/kg体重、10mg/kg体重和30mg/kg体重。腹腔注入给药：以异丙基肾上腺素上、下午分2次，直接注入腹腔，分为10mg/kg体重、20mg/kg体重。分别将家兔仰卧固定于解剖台上，安静15～20分钟后，以针头状电极插入皮下引导心电，分别记录给药前及给药后Ⅱ导联心电图，以后每天1次。7天后处死动物，将处死后的家兔心脏在左心耳前下方至心尖部分4段横切，并立即置于10%福尔马林液中固定，做石蜡常规切片，HE染色，进行组织学检查。
①异丙基肾上腺素可造成明显的心肌损害。动物用药量愈大病变愈明显，以10mg/kg体重静脉滴注或20mg/kg体重腹腔注入即可造成明显的心肌病变，这样有利于药物治疗后病变恢复的形态学、组织化学、心电图和酶学指标观察。②异丙基肾上腺素所致家兔实验性心肌损害多为弥漫性，且以心内膜下病变为主，故心电图Q波缺如，仅表现R波波幅进行性下降，T波抬高或倒置。静脉用药R波波幅及T波改变明显。同样给药途径，剂量愈大，上述改变愈明显。③心电图须结合病理观测，用分级定度或半定量方法观测。
离体心脏通过主动脉插管，插至主动脉，营养液通过主动脉根部发出的左、右两支冠状动脉，将充氧、恒温的心脏营养液通过冠状动脉灌流心肌，再由冠状静脉窦从右心房流出进入右心室，经肺动脉流出心脏，收集流出的灌流液可观察药物对冠脉流量的影响，尚能通过记录仪同时观察并记录心电图、心率和心肌收缩力。将气囊插入左心室连压力换能器，可测定左室压变化。可通过低氧或无氧灌流法形成心肌缺血建立心肌缺血模型。
离体心脏Langendorff灌流实验及离体工作心脏灌流两种实验方法。实验一般用成年大鼠，也可用豚鼠或兔。Langendorff法是将灌流导管插入主动脉灌流。离体工作心脏方法是灌流导管插入左心室灌流。这两种灌流方法，现有成套灌流装置可购买。
图2-1-4 离体心脏灌流装置及主动脉插管位置
Langendorff灌流方法（图2-1-4）介绍如下：灌流压为9.8kPa，灌流瓶不断通入恒定的持续通混合氧（95%O 2 ∶5%CO 2 ）以保证灌流液的氧含量及pH的稳定。取大鼠用戊巴比妥钠麻醉后（或用锤子击后脑致昏），颈动脉放血，剪开胸腔，轻轻提起心脏，游离主动脉至无名动脉远端，并剪断，迅速剪断其余大血管，剪开与心脏相连的血管，取出心脏，立即放入低温（4℃左右）营养液中并轻轻挤压，排出余血。在升主动脉最高处剪开一小口，插入主动脉插管至主动脉瓣上方，导管口置于主动脉瓣及冠状动脉开口上方，丝线打结固定动脉插管。打开灌流系统，使营养液经冠状动脉进入心肌，从肺动脉的流出。用蛙心夹夹住心尖，连接张力换能器描记心脏搏动的曲线，记录心率及收缩幅度。肺动脉插入引导管，根据流出液测定冠脉流量，并可测定CO 2 、O 2 分压（有的灌流装置没有肺动脉插入引导管，直接测定流入下方烧杯中流出液多少为冠脉流量）。将气囊插入左心室连压力换能器，可测定左室压变化。心脏适应和恢复15分钟左右后，冠脉流量、心率和心搏幅度基本稳定。连续测量3分钟流量，若数量相近，以其平均值作为给药的正常流量。可根据心脏大小，适当调节灌流压而加以控制。观察药物的作用：给药方式把药物放进整个灌流中灌流，观察灌流前后变化。也可从主动脉插管之上方连T形侧管，从T形管注入下述各药，测定给药后1～10分钟流量、心率及心搏幅度，找出其极值，算出给药后灌流量之最大增减值。每给药1次，需待其恢复正常流量后，才给第2个药物。
①Langendorff法有简易之自制灌流系统。有进口及国产成套灌流系统及相连检验仪器，按说明书操作。灌流液用Krebs-Hensleit液或用洛氏液，灌流液必须新鲜配制；灌流液温度、氧分压必须恒定，所试药物pH及各种无机离子浓度要在正常范围内。中药粗制剂不宜作离体实验给药。灌流液必须用新鲜蒸馏水配制，须澄清无杂质，否则要过滤，以免阻塞冠状血管。②本实验还可取心肌组织及流出液测定有关生化指标。制备离体心脏时注意保护心房，勿伤及窦房结。迅速剪取心脏时应尽量保留整个升主动脉。主动脉插管不能过深，以免堵塞冠脉，更不能插入左心室。③为保持冠脉流量、心率及心搏幅度正常稳定，实验必须在恒温、恒压和恒氧下进行。该灌流法的关键是必须保证灌流液压力的恒定。灌流液必须恒定充以饱和氧，或95%O 2 和5%CO 2 。④摘除心脏、动脉插管等操作必须迅速准确，要求从处死动物至开始灌流要在2分钟内完成。灌流液应充满全部管道，开始灌流时，注意不要让气泡流入主动脉内，以免空气栓塞冠脉。⑤给药方法有两种：a.药物用灌流液配成适当浓度，由灌流管灌注心脏，可维持较长时间，作用平稳。b.直接从主动脉插管灌流侧管上另连三通，由注射器从三通注入受试药品，此法给药作用时间一般短暂，可反复注射，用不同剂量观察，短时间可获得许多数据。但给药的pH应与灌流营养液pH一致；水煎液等粗制剂所得结果不可靠；药物pH影响结果；药物要用同样pH的灌流液。心肌收缩力影响冠脉阻力，药物抑制心肌收缩力时，冠脉阻力降低，流量可增加。⑥模拟缺氧缺血实验，可停止给氧或停止灌流20或30分钟，然后给氧，比较停氧前后的变化。⑦心脏活动不受神经体液调节影响。不但能观察药物对冠脉流量，而且可观察到心脏活动。例如本实验观察异丙肾上腺素虽然增加冠脉流量，但明显增加心率及收缩幅度，因而增加心肌耗氧量，不适于治疗冠心病。一些抑制心脏活动的药物，可增加冠脉流量，如单纯以此法作为评价增加冠脉流量的指标，易致假阳性结果，为阐明该药是否确有扩张冠脉作用，可进一步用整体心脏实验，或用电击心脏致颤，以消除心脏活动的影响，观察颤动的心脏能否增加冠脉流量。电击用5～6V直流电产生断续感应电直接刺激心室，或用方波刺激器刺激，电压5V，频率600次/分，波宽10毫秒，间隔1毫秒可引起室颤。⑧本实验方法可通过测定心肌或流出液的酶、自由基等的变化用于作用机制研究。⑨还可以用结扎冠状动脉，或结扎再灌，或暂停对整体灌流心脏供氧或暂停灌流，研究缺心肌血再灌。
体外培养的大鼠乳鼠心肌细胞，通过暂时停止供应心肌细胞赖以生存的氧和葡萄糖，以及在一定时间后再恢复供糖和供氧，即可造成心肌缺血缺氧和/或再灌注损伤模型。该模型可用于观察不同药物和处理方式对细胞生理功能、生化代谢、能量代谢、形态结构等变化的影响，从细胞水平评价药物的保护作用。
心肌细胞缺血样损伤模型，取新生1～4天的大鼠乳鼠，雌雄不限，无菌条件下开胸取心脏，剪去心房取心室肌，用Hank’s液洗净组织上残留积血，将其剪成1mm 3 大小的碎块，用胰蛋白酶或胶原酶消化分离心肌细胞，以含20%小牛血清的DMEM培养基混匀，制成细胞悬液，根据实验要求调整细胞浓度为5×10 5 ～10 6 /ml，接种于培养瓶或培养板中，置CO 2 培养箱中培养。每2～3天更换细胞培养基，取培养3～8天的单层细胞进行实验。培养好的细胞用缺氧（充入100%N 2 20分钟以上）的Tyrode’s液洗3遍，加入缺氧的Tyrode’s液，移入缺氧室（CO 2 ∶N 2 =5∶95，体积比），持续一定时间即可造成心肌细胞缺血样损伤。或缺氧培养一定时间后，换用混合空气饱和的DMEM培养基正常培养一定时间，即可造成再给氧损伤。
细胞培养期间需要密切注意pH变化；培养瓶或培养板放入培养箱的前12小时尽量避免移动，否则会影响心肌细胞的生长。
采用激光共聚焦显微镜研究静态和激活态细胞溶质中的Ca 2+ 浓度，这也是钙信号监测的重要工具。同时测定与Ca 2+ 转运相关Na + -K + -ATP酶，Ca 2+ -Mg 2+ -ATP酶活性，还可以利用分子生物学技术检测Ca 2+ 受体CaM、Ca 2+ ·CaM依赖性激酶CAMPKⅡδmRNA表达。
SD大鼠，雄性；新生24小时大鼠乳鼠，雌雄不限。①制备药物血清：取大鼠，连续5天灌胃，末次给药前禁食12小时，药后90分钟，麻醉动物，背位固定，切开皮肤，暴露腹主动脉。左手固定腹主动脉，右手取注射器刺入腹主动脉，抽取血液4～5ml自然（静置）分离血清，56℃灭活30分钟，一次性滤器过滤除菌，所得血清-20℃保存备用。②心肌细胞的培养：无菌取出生24小时内的乳鼠心室，剪成0.5～1mm 3 碎块，1.25g/L胰蛋白酶及0.5g/LⅡ型胶原酶消化，37℃恒温水浴振荡器中消化1小时（0.5h时取出吹打1次），胎牛血清终止消化，200目筛子过滤，细胞悬液1500r/m分钟离心去除消化液，DMEM培养基（含150ml/L胎牛血清）将心肌细胞沉淀混匀，差速贴壁分离1～5小时，得到纯化的心肌细胞，调整细胞浓度0.5×10 9 /L，接种于铺有10g/L明胶的培养板中。放入CO 2 培养箱，48小时后换液。培养3～4天后细胞基本融合成片，选择生长良好、搏动规律的细胞实验。③观察指标：主要包括药物血清对心肌细胞胞浆Ca 2+ 浓度的影响；药物血清对高K + 致心肌细胞外Ca 2+ 内流的影响；药物血清预处理后，心肌细胞受K + 刺激后Ca 2+ 变化；药物血清对心肌细胞钙泵抑制剂Thapsigargin引起细胞内Ca 2+ 增多的影响；药物血清预处理后，心肌细胞受Thapsigargin刺激后Ca 2+ 的变化；药物血清对与Ca 2+ 转运相关Na + -K + -ATP酶，Ca 2+ -Mg 2+ -ATP酶活性的影响；药物血清对Ca 2+ 受体CaM及Ca 2+ ·CaM依赖性激酶CaMPKⅡδ、γmRNA表达的影响。
掌握本方法须经专门学习与练习，用于纯度高的单体试验，阐明影响作用机制研究。
本模型通过急性分离大鼠心室肌细胞，采用膜片钳技术观察药物对心肌细胞膜离子通道电流的影响。
①单个心室细胞分离：成年大鼠头部致昏，迅速取下心脏，悬挂于改良的Langendorff灌流装置上，先用无Ca 2+ 台氏液灌流5分钟后，再换用无Ca 2+ 含0.03%胶原酶（Ⅰ型，Sigma）的台氏液灌流循环灌流30分钟，此时可见心脏比原来膨胀20%～30%左右，呈樱桃色。取下心脏，沿房室沟剪下心室肌，置于台氏液剪碎心室肌，孵育10分钟，最后将过滤离心后所得的心肌细胞室温下静置1小时后进行实验。②全细胞记录：取几滴细胞悬液加入细胞池中，静置5分钟使细胞充分贴壁后，用细胞外液灌流，选取横纹清晰、膜良好的细胞进行实验。电极用玻璃毛细管经微电极拉制仪（PULL100，WPI，USA）拉制，充灌电极液后电阻为2～5MΩ。在全细胞记录过程中，刺激脉冲的产生和信号采集均由pulse软件（HEKA，German）完成，离子电流通过膜片钳放大器（EPC10，HEKA，German）放大，输入PC机硬盘中，供实验后分析和处理。③观察指标：Na + 、Ca 2+ 、K + 通道电流幅度，电流电压曲线，通道开闭特性（激活、失活曲线等）。
掌握本方法须经专门学习与练习，用于纯度高的单体试验，阐明影响离子通道作用机制研究。
模拟中医的病因病机，在高脂饮食，或寒冷，或疲劳的基础上，再结合影响冠状动脉血流的物理或药物的方法，建立冠心病不同证型的心肌缺血动物模型。
目前主要有以下几种病证结合心肌缺血动物模型：
（1）大鼠高脂饮食，连续灌服6周；并将大鼠每日2小时冷藏于-9℃至-4℃冰柜中，持续6周。在第35日，对大鼠皮下多点注射垂体后叶素（10U/kg）。大鼠麻醉，记录标准Ⅱ导联心电图、彩色多普勒检测大鼠心功能，建立冠心病心阳虚证大鼠模型 [8] 。
（2）结扎大鼠左冠状动脉后，超声心动图结果显示术后第7天开始左室射血分数即显著下降，心功能明显下降，后8～29天，模型组大鼠游泳力竭时间明显缩短，心肌缺血的气虚血瘀模型 [9] 。
（3）以冰水浸泡模拟外寒侵袭，皮下注射大剂量肾上腺素模拟暴怒的应激状态，复制大鼠急性血瘀证模型，在此基础上冠脉结扎法造成急性心肌梗死的 “血瘀证”的急性心肌梗死模型 [10] 。
（4）小型猪用冠状动脉前降支放置缩窄环制备慢性心肌缺血模型，术后8～12周从动物血浆黏度增高，超声心动图心功能下降，为慢性心肌缺血小型猪模型 “气虚血瘀证” [11] 。
（5）以高脂饲料喂养10周，加第3周介入法球囊损伤左冠状动脉前降支法制备痰瘀互结小型猪冠心病模型 [12] 。
由于中医的胸痹心痛心血瘀阻证、气虚血瘀证、气滞血瘀证、痰阻心脉证等证，目前尚无现代医学客观标准。而目前都是模仿胸痹的病因病机建立模型，尚未完全按照的中医望闻问切获得中医证型客观指标，尚未被中医药界所公认。故现介绍为药效研究建立的冠心病心肌缺血证的模型，是探索性的用于中药药效研究，对阐明中药药效有一定意义，对促进中医药的发展也有意义 [13] 。